Querbeet (Botanisches)

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Ich habe mir die Testversion runtergeladen. Mit der Mikrofotografie/Bildbearbeitung ist es ja wirklich ein Kreuz...  


Als nächstes ein nadeliges Gewächs, das ich auch erst histologisch identifizieren konnte. Es müsste sich um das Blatt/Nadel einer Eibe (Taxus) handeln. Vgl. https://de.wikipedia.org/wiki/Eibe

Der Aufbau erinnert mich eher an ein (dorsiventrales) Laubblatt als an eine Koniferennadel. Es gibt keine Harzkanäle, oben sieht man Pallisaden- und unten Schwammparenchym. Die Epidermis ist von einer dicken Kutikula überzogen, oben glatt, unten buckelig. Im zentralen Leitbündel kann ich gut das Sklerenchym abgrenzen, aber Xylem, Kambium und Phloem kann ich nicht unterscheiden. Ich sehe hier nur parallel angeordnete gleichförmige kastenförmige Zellen, die zur Blattunterseite hin vielleicht etwas breiter werden.

(Die Fotos sind von versch. Anschnitten.)


Übersicht Nadel im Querschnitt:



http://commons.wikimedia...._leaf,_Etzold_green_1.jpg


Das Parenchym:



http://commons.wikimedia...._leaf,_Etzold_green_2.jpg


Die Epidermis mit Kutikula, darunter das Pallisadenparenchym:




Das Leitbündel:



http://commons.wikimedia...._leaf,_Etzold_green_2.jpg




http://commons.wikimedia...._leaf,_Etzold_green_5.jpg


Stomakomplex:



http://commons.wikimedia...._leaf,_Etzold_green_6.jpg


Nachtrag: Hier noch ein Link zu der hervorragenden Dokumentation von Fahrenheit:
http://www.mikroskopie-fo...ic=8638.msg60698#msg60698

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So, als nächstes ein paar Bilder von Cyperus alternifolius („Zyperngras“). Vgl. http://de.wikipedia.org/wiki/Cyperus_alternifolius

Aerenchym habe ich leider nicht gefunden, da muss ich mir nun wohl doch die Binsen suchen gehen (oder eine Ananas kaufen) Dafür wartete dass Zyperngras aber immerhin mit einiger Ästhetik auf. Leider ist das, was der Foto abbildet nicht halb so schön, wie das, was ich selbst im Okular sehe und es ist eine Heidenarbeit, halbwegs ansehnliche Bilder zu zaubern. Wie unschwer zu erkennen ist, habe ich auch noch keine Lösung gefunden, wie sich die inhomogene Beleuchtung vermeiden oder wegbearbeiten lässt. Ich bin für jeden Tip dankbar! Photoshop werde ich mir dann auch demnächst mal in einer älteren Version zulegen, anscheinend arbeiten hier ja einige damit.

Also nun zur Pflanze:

Der Stengel ist angedeutet dreieckig. Wie unschwer zu erkennen ist entspricht die diffuse Verteilung der Leitbündel einer monokotylen Pflanze:



http://commons.wikimedia....talk,_Etzold_green_11.jpg


Das fixierte, aber ungefärbte und nur mit Wasser eingedeckte Präparat hat auch ohne Farbe seinen Reiz. Hier die Randzone:



http://commons.wikimedia....s,_stalk,_uncolored_1.jpg



http://commons.wikimedia....s,_stalk,_uncolored_2.jpg


Die Randzone in Farbe:



http://commons.wikimedia....stalk,_Etzold_green_3.jpg


und hier die zentralen Anteile:



http://commons.wikimedia....stalk,_Etzold_green_4.jpg

Bei den Gefäßen im Xylem frage ich mich immer, ob es sich dabei nun um Tracheen oder um Tracheiden handelt. Von der Größe tendiere ich eher zu Tracheen, aber vielfach sieht man offensichtlich quer angeschnittene spitzwinklinge Trennwände (dadurch sehen die Leitbündel aus wie mit einem Auge blinzelnde Gesichter), also muss es sich um Tracheiden handeln.


Auffällig finde ich weiterhin, dass die Zellen um die Bündelscheiden kleiner, abgerundeter, rötlicher und radiär ausgerichtet erscheinen (mit breiten Interzellularen?) im Gegensatz zu den übrigen Zellen, die größer, polygonal und eher grün-blau gefärbt sind sowie mutmaßliche Kontaktstellen (Tüpfel?) aufweisen.

Hier nochmal in stärkerer Vergrößerung:



http://commons.wikimedia....stalk,_Etzold_green_5.jpg



http://commons.wikimedia....stalk,_Etzold_green_9.jpg


Hier die geschlossen kollateralen Leitbündel. Gut zu erkennen im Phloem die regelmäßige Anordnung von Siebzellen und Geleitzellen.



http://commons.wikimedia....stalk,_Etzold_green_7.jpg



http://commons.wikimedia....stalk,_Etzold_green_8.jpg

Die Hypodermis weist in regelmäßiger Abfolge dreieckige Sklerenchymanteile auf. Stellenweise sind die darüber liegenden Epidermiszellen verdickt (Sklereide ?). Die übrige Hypodermis nimmt offensichtlich an der Photosynthese teil (Stengel außen grün, innen hell und faserig!). Daneben finden sich zahlreiche dunkelrote Zellen mit fraglichen Speicherstoffen/Sekreten. Außerdem natürlich Stomata.



http://commons.wikimedia....stalk,_Etzold_green_6.jpg



http://commons.wikimedia....talk,_Etzold_green_10.jpg

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Noch mal zum Löwenzahn :

- Anmerkung: Statt Sklerenchym (rot) findet sich hier Kollenchym (grün) über dem Phloem !
 
- Frage: Lässt sich an diesem Bild bestimmen, ob die parallel angeordneten roten Gefäße im Xylem Tracheen oder Tracheiden sind?

[Detlef Kramer]

Hallo Christian,

- Frage: Lässt sich an diesem Bild bestimmen, ob die parallel angeordneten roten Gefäße im Xylem Tracheen oder Tracheiden sind?

Es sind Tracheen, auch im Fall der Binse. Bestimmen ließe sich das aber nur an Längsschnitten, denn definitionsgemäß haben Tracheen keine Querwände und das kann man naturgemäß am Querschnitt nicht erkennen. Die schräg gestellten Wände in den Tracheen der Binse sind getüpfelte Wände zwischen benachbarten Gefäßen.

Übrigens: ich würde für jede Pflanzenart ein eigenes Thema beginnen, das wäre übersichtlicher. An Deinen Fotos bemerkt man durchaus Fortschritte!

Herzliche Grüße
Detlef

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Hallo Detlef,

das oben ist Zyerngras, Binse kommt demnächst. 

<<Übrigens: ich würde für jede Pflanzenart ein eigenes Thema beginnen, das wäre übersichtlicher.

Da hatte ich anfangs auch drüber nachgedacht, wollte dann aber das Forum nicht mit meinen Amateurbeiträgen zuspammen. Aber sinnvoll wäre es vielleicht.

PS: Ich habe hier noch zwei Seiten gefunden, die vielleicht für Botanik-Einsteiger interessant sein könnten. Die erste wirkt zwar etwas lieblos gestaltet, ist länger nicht geupdatet worden und die meisten Links funktionieren nicht, aber ich fand sie recht hilfreich, da sie einen guten Überblick gibt, ohne sich in Details zu verlieren. Die zweite muss ich noch durcharbeiten, aber auf den ersten Blick scheint sie ebenfalls vielversprechend.

http://www.emc.maricopa.e...bee/BIOBK/BioBookTOC.html (Kapitel 20 bis 24, 48 bis 50)

http://www.sbs.utexas.edu/mauseth/weblab/

[liftboy]

Hallo Christian,

ohne hudeln zu wollen; Deine Bilder gefallen mir ausgezeichet!
Besonders beiendruckt mich die Schärfe,.. wie mit Tusche gezeichnet. Ich habe in professionellen Büchern schlechtere Bilder gesehen
Wenns genehm ist, würde ich gerne das Eine oder Andere Foto für den Unterricht verwenden.
Gruß
Wolfgang

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Wenns genehm ist, würde ich gerne das Eine oder Andere Foto für den Unterricht verwenden.

Selbstverständlich gerne. Ich stelle die Bilder sowieso alle unter eine (fast) freie Lizenz (CC BY-SA 3.0), damit sie auch für Lehrzwecke verwendet werden können (Wikipedia usw.).

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Hier eine mir leider unbekannte Pflanze, offensichtlich dikotyl. Die Blattstiele waren nicht paarweise angeordnet, sondern abwechselnd. Ich habe mal meinen "Bildatlas der Farn- und Blütenpflanzen Deutschlands" durchgeblättert, aber auf Anhieb nichts entsprechendes gefunden.


Makro:



Stengel quer: Mark mit Aerenchym (?). Die Leitbündel werden in unregelmäßigen Abständen von Markstrahlen unterbrochen.



Stengel längs: Tracheen oben und unten irgendwas mit Tüpfeln?  



Blattstiel:

[Detlef Kramer]

Hallo Christian,

da hättest Du nur ein wenig warten müssen, bis die Pflanze blüht. Es handelt sich um die Knoblauchsrauke Alliaria petiolata.

Detlef

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Vielen Dank für die Bestimmung! Die Pflanze kann auch als Gewürzpflanze für rohe Gerichte (z.B. Salat) genutzt werden, das werde ich demnächst villeicht mal ausprobieren. https://de.wikipedia.org/wiki/Knoblauchsrauke

[Detlef Kramer]

Klar, kann eingesetzt werden wie Bärlauch. Schmeckt leicht nach Knoblauch.

Detlef

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Ich habe es ausprobiert, kann man wirklich essen. Irgendwann muss ich mal an einem Wildkräuterseminar teilnehmen, viele Kräuter kann man als Laie ja leider mit Giftpflanzen verwechseln. Bärlauch haben wir zum Glück am Haus wachsen, da sind soweit ich weiß keine Maiglöckchen oder Herbszeitlosen dazwischen.

Also hier nochmal ein Foto von einer Kieferartigen Konifere. Leider nicht so gut geworden, vor allem wird es nicht richtig scharf (oder sollte ich warten bis das Euparal richtig trocken ist?). Problem ist auch, dass sich die Schnitte teilweise stark wellen, sobald sie von der wässrigen Färbelösung in 100% Isopropanol gehen. Sollte ich da noch eine Alkoholreihe zwischenschalten? bearbeitung war wie üblich: Handschnitt, Fotografieren, Stacken, Stitchen, Entrauschen und Schärfen, Kontrast, Helligkeit anpassen.



https://commons.wikimedia...nus_sp._Etzold_green..jpg

Siehe auch:

https://de.wikipedia.org/wiki/Kiefern

http://www.mikroskopie-fo...msg7342;topicseen#msg7342

http://www.mikroskopie-fo...msg4673;topicseen#msg4673

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Dracaena marginata, gefärbt mit Wacker3A simultan (vgl. http://www.mikroskopie-fo...de/index.php?topic=9298.0 ), vielleicht noch etwas zu schwach dosiert und gefärbt über 24 h. Das erste in Wasser, das zweite entwässert und frisch eingedeckt in Euparal (leider dadurch mit zusätzlichen Artefakten):



https://commons.wikimedia...#.7B.7Bint:filedesc.7D.7D



https://commons.wikimedia...#.7B.7Bint:filedesc.7D.7D

[Rolf-Dieter Müller]

...
vielleicht noch etwas zu schwach dosiert und gefärbt über 24 h. Das erste in Wasser, das zweite entwässert und frisch eingedeckt in Euparal (leider dadurch mit zusätzlichen Artefakten):
...

Hallo Christian,

zu schwach sind die beiden Schnitte auf keinen Fall gefärbt. Im Gegenteil, sie sind durch das Acridinrot und Acriflavin leicht überfärbt. Das Euparalpräparat ist eigentlich schon ganz ordentlich, wird aber in den nächsten Tagen noch besser werden, da das im Harz enthaltene Lösungsmittel noch etwas nachdifferenziert.

Schnitte für Wasserpräparate sollten bei dieser Färbung immer differenziert werden. Schnitt für ca. 15 bis 30 Sekunden in salzsaurem Alkohol (Ansatz: 100 ml 70%iges Ethanol + 0,5 ml Salzsäure) legen und danach gleich in Wasser auswaschen.

Die Schrumpfungen beim Euparalpräparat lassen sich nur mit Fixierung vermeiden. Hierfür gibt es zwei Möglichkeiten:

1. Schnittfixierung
Die Probe wird frisch geschnitten, Schnitte sofort für mindestens 15 Minuten in AFE(50) fixieren und dann über 50% Ethanol, 30% Ethanol in Wasser auswaschen.
Die Fixierdauer ist unkritisch und kann auch zum Teil auf Stunden verlängert werden.

2. Objekt- oder Stückfixierung
Die Probe in ca. 5 bis 10 mm lange Stücke ablängen und sofort für mindestens 24 Stunden in AFE(70) fixieren. Die Fixierlösung in 70% Ethanol auswaschen und dann kann geschnitten werden.

Fixierlösung, Ansatz für 100 ml:
AFE(50) = 90 ml 50%iges Ethanol + 5 ml Essigsäure + 5 ml Formalin,
AFE(70) = 90 ml 70%iges Ethanol + 5 ml Essigsäure + 5 ml Formalin.

Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter

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Hallo Rolf-Dieter,

die Schnitte wurden vor der Färbung fixiert (AFE) und über Alkoholreihe entwässert, dann gefärbt. Danach hatte ich ein Präparat mit Wasser eingedeckt, danach allesamt über Isopropanol 100 % (unverdünnt) entwässert und eingedeckt. Meiner Beobachtung nach schrumpfen die Präparate und werden wellig sobald sie von der Färbelösung ins Isopropanol kommen.