Botanik: Johanniskraut { Hypericum perforatum } *

Begonnen von Winfried Todt, August 05, 2014, 20:48:25 NACHMITTAGS

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Winfried Todt

Verehrtes Forum,

nachdem die Frage nach der unbekannten Pflanze geklärt ist, hier nun der Beitrag zum Johanniskraut:
Aber zuerst ein paar Informationen zur Pflanzengattung:






Im gewöhnlichen Licht erkennt man nur geringfügige Unterschiede in der Rotfärbung, wogegen man beim UV-Licht der Quarzlampe deutliche Unterschiede in der Fluoreszenz erkennt und so Fälschungen schnell entlarven kann.


Die charakteristische rote Färbung findet sich auch bei den Blüten, wenn man sie zerquetscht.

 
Im linken Bild sind die Blätter mit einem Scanner aufgenommen Worden. Rechts im Bild erkennt man gut die ölgefüllten Zellen, sie erscheinen durchsichtig.




Strauch


Blüten

Arbeitsweise:
- Schneiden mittels Handzylinder-Mikrotom, Schnittdicke eingestellt 25 bis 30µm (aber nicht erreicht)
- Fixieren der Schnitte in Fixierlösung, ca. 30 Minuten
- Wässern der Schnitte, ca. 15 Minuten
- Färben der Schnitte mit Etzold-grün
- Entwässern der Schnitte in Alkohol, dreimal gewechselt, ca. 1,5 Minuten
- Eindecken der Schnitte mit Euparal

Technik:
Mikroskop: Carl-Zeiss-GFL
Objektive: Carl-Zeiss 2,5x , Carl-Zeiss 10x ; Carl-Zeiss 16x , Carl-Zeiss 40x ;
Beleuchtung: Glühlampe mit Blaufilter
Fotoadapter: Relais-Optik: Carl-Zeiss Okular KPL 8x mit Carl-Zeiss Tessar 50mm 1:2,8
Fotoapparat: Canon EOS 10D, Auflösung 6 Mega Pixel

Software:
- Bildverarbeitung mit dem Programm  © PICOLAY von Heribert Cypionka
- Canon PhotoStitch ( für Panoramabilder )

Schneiden der Proben:
Das Schneiden mittels Handzylinder-Mikrotom gestaltete sich bei dem frischen Stängel als äußerst schwierig, bzw. führte auf Grund der Zähigkeit des Materials nicht zu reproduzierbaren Ergebnissen. Es war mehr ein Abhacken als ein Schneiden.

Einlegen der Stängelabschnitte in Glyzerin für ca. 14 Tage:
Ergebnis: Das Mark der Stängel veränderte sich und zeigte kein zusammenhängendes Gefüge mehr. Die Proben hatten zwar etwas an Zähigkeit verloren, ließen sich aber immer noch nicht reproduzierbar schneiden (mehr oder weniger abhacken) und zersprangen.

Einlegen der Stängelabschnitte in Toluol für ca. 14 Tage:
Ergebnis: Das Mark der Stängel veränderte sich nicht sonderlich und zeigte ein zusammenhängendes Gefüge. Die Proben hatten zwar, wie beim Glyzerin, etwas an Zähigkeit verloren, ließen sich aber immer noch nicht reproduzierbar schneiden und zersprangen.

Das Kochen über mehrere Tage in Wasser, wie es Dr. Hugo Freund in seinem Buch, Mikroskopie des Holzes beschreibt, habe ich noch nicht ausprobiert.
(Siehe hierzu: Hand Buch der Mikroskopie in der Technik, in acht Bänden, hier Band V-Teil 1, Mikroskopie des Rohholzes und der Rinden, Seite 8 – 10; Umschau Verlag, Frankfurt am Main, 1970)


Querschnitt durch frisches Material. Objektiv 2,5x


Querschnitt durch Material nach Glyzerin-Behandlung. Panoramabild aus 6 Aufnahmen, Objektiv 2,5x

In der Literatur wird beschrieben, dass der Stängel von Hypericum perforatum zwei erhabene Längskanten hat und markig ist. Dies kann man bei dem Übersichtsbild des Querschnitts von Hans-Jürgen Koch { https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=6185.0 } deutlich erkennen. Nach meinen Beobachtungen scheint es so zu sein, dass der Stängel von der Wurzel beginnend bis zu den ersten gegenständig angeordneten Zweigen rundlich ist und erst danach die beiden Längskanten aufweist. Da die Zweige gegenständig gekreuzt angeordnet sind ändert sich nach jedem Zweigwechsel auch die Ausrichtung der beiden Längskanten.

Da mir das Probenmaterial ausgegangen war, musste ich mir Material von einem anderen Standort beschaffen. Es zeigte sich, dass sich dieses Material im frischen Zustand deutlich besser schneiden lies.
Die Färbung mit Etzold-grün habe ich schließlich nach mehreren unglücklichen Ergebnissen im Uhrglas bei gleichzeitiger Wärmebehandlung vorgenommen. Hier die Ergebnisse:


Querschnitt durch frisches Material. Objektiv 2,5x


Querschnitt durch frisches Material. Detailaufnahme, Objektiv 10x

Ich freue mich über Hinweise, Anregungen und Kommentare.

Herzliche Grüß
Winfried

Heiko

Hallo Winfried,

eine schöne ganzheitliche Herangehensweise stellst Du uns hier vor. Vielleicht erlaubst Du als Ergänzung einen kleinen Erfahrungsbericht, da ich mich neulich – wenn auch nur laienhaft – ebenfalls mit den Hypericinen ,,angefreundet" habe. Darf ich?

Viele Grüße,
Heiko

Winfried Todt

Hallo Heiko,

ich bin auch fachfremd und kein Botaniker oder Zoologe (also Laie) und freue mich auf Deine Ergänzungen.

Herzliche Grüße
Winfried

Heiko

Hallo Winfried,


der rote Saft, der sich aus den Blüten pressen lässt, enthält u. a. Hypericin, welches schlecht löslich ,,in allem" zu sein scheint. Immerhin wird Natronlauge als Lösungsmittel angegeben, an den Fingern haftet es recht gut und mit Aceton war auch ein Effekt sichtbar, als ein angetrockneter Saft-Tropfen benetzt wurde.

Die folgende Aufnahme zeigt Farbstoffklümpchen in einer Ammoniak-Lösung – quasi ungelöst – leicht gefärbt sind hingegen die Pollenkörner und die Faser:



Im Durchlicht ist die Absorption eines Hypericin-Behälters (Kronblatt) sehr stark:



Beim Quetschen, hier im Siliconöl, wird der Farbstoff dann gut darstellbar:



Viele Grüße,
Heiko

Winfried Todt

Hallo Heiko,

danke für Deine Informationen. Ich werde mir die Blütenblätter mal unter dem Mikroskop anschauen.
Wie kommt man auf die Idee die Blütenblätter in Siliconöl zu zerquetschen.
Ich habe sie nur so zerquetscht (zerrieben) und da die Masse schnell eintrocknete und auf dem Objektträger undurchsichtig war, mit Isopropylalkohol (99,9%) verdünnt um sie besser verteilen zu können.

Herzliche Grüße
Winfried

Heiko


Winfried Todt

Hallo Heiko,

danke für den Literaturhinweis. Ich werde dann mal in den nächsten Tagen Johanniskrautöl ansetzen und dann über die Ergebnisse berichten.

Herzliche Grüße
Winfried