Liebes Forum,
bei der diesjährigen Kornrade habe ich im ,,Bären" mit Ole die Technik des schwimmenden Deckglases diskutiert, was mich dazu motiviert hat, hier über ein paar meiner ,,Deckglasfunde" zu berichten. Die Technik ist an Einfachheit nicht zu überbieten und kann zu interessanten Ergebnissen führen, auch bei vermeintlich ,,trostlosen" Fundgebieten. Das schwimmende Deckglas scheint eine magische Anziehungskraft auf Bakterien, Protozoen und Metazoen auszuüben, welche dieses sehr schnell besiedeln. Ich setze diese Technik schon seit vielen Jahren ein und viele andere Forumteilnehmer sicher auch. Ich möchte hier einige meiner Funde vorstellen, um vielleicht auch bisherige "nicht user" zu überzeugen.
Legt man ein Deckglas auf die Wasseroberfläche, so schimmt es dort von alleine durch die Oberflächenspannung. Die wirkt immer! Ich hatte noch nie ein ,,abgesoffenes" Deckglas, auch nach vielen Wochen nicht. Zur Präparation gieße ich meine Proben in Petrischalen (immer schön mit viel Algen, Detritus oder was sonst in der Probe schwimmt). Da ich ausschließlich 32 X 24 mm Deckglaser verwende, passen gerade 3 Deckgläser in jede Petrischale. Das sieht dann so aus:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_39785641.jpg) (https://flic.kr/p/RkJN47)
Ich nehme nach 2-7 Tagen (je nachdem, wie schnell sie besiedelt werden), die Deckglaser mit Hilfe einer gewinkelten ,,Briefmarkenpinzette" wieder ab und lege sie (langsam) auf einen Objekträger, so dass möglichst wenig Luftblasen eingeschlossen werden. Wenn die Deckgläser durch den Bewuchs schon etwas ,,pelzig" sind, noch langsamer auflegen!
Das Ergebnis kann ganz unterschiedlich sein. Von vermeintlich ,,guten" Proben bekomme ich oft gar keinen Bewuchs und von ,,mageren" Proben manchmal Überraschungen. Jedenfalls birgt jedes Deckglas immer wieder ein neues Biotop, welches sich leicht beobachten lässt, weil die Bewohner so schön am Deckglas kleben (Schichtdicke: Null!).
Ich empfehle aus Erfahrung, die Deckglaser sehr sorgfältig zu durchmustern, damit man keine schönen Funde übersieht. Oft sind sie sehr klein!
Wenn sonst nix wächst, Bakterien wachsen immer! Und auch ein schöner, abwechslungsreicher Bakterienrasen ist interessant zu beobachten. Im folgenden Beispiel sind auch gelbgrün gefärbte Schwefelbakterien enthalten, die ich mit ,,SB" markiert habe:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_45523402.jpg) (https://flic.kr/p/25crFW3)
SB = Schwefelbakterien
Ich habe im obigen Bild die Länge eines Bakteriums eingezeichnet, damit man die Größenverhältnisse besser ersichtlich werden und damit man die Dimensionen der folgenden, sehr interessanten Objekte, besser einordnen kann. Sie sind nämlich sehr klein und praktisch immer unter dem 20 µm Level. Es sind die granuloreticulosen Schalenamöben, die man sonst nur schwer zu Gesicht bekommt. Das schwimmende Deckglas zieht sie an und sie setzen sich optimal in Szene, da sie bereits am Deckglas kleben und somit perfekt in der Fokusebene liegen. Sie haben sich meistens auch weit ausgestreckt und bilden ein fotogenes Motiv. Hier einige Beispiele von granuloreticulosen Schalenamöben aus dem Simmelried.
Die erste ist Microgromia longisaepimen. Auf dem Bild erkennt man sehr leicht, woher die Bezeichnung "granuloreticulos" kommt. Die feinen Fädern der Filiopodien sind in mehr oder wenigen regelmäßigen Abständen mit winzigen, hochbrechenden Perlen unbekannter Natur besetzt. Schalenamöben der Gattung Microgromia sind besonders interessant, da sie ein sogenanntes Septum ausbilden, welches das Eindringen von Feinden von außen wesentlich erschwert. Das Septum bildet eine Art Kanal an der Gehäuseöffnung durch welches ein Plasmastrang zur eigentlichen Gehäuseöffnung verläuft, der sich dann in die feinen Filopodien aufspaltet. Man erkennt den Plasmastrang und das Septum auf dem folgenden Bild ganz gut:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_35287174.jpg) (https://flic.kr/p/23UgHxH)
Hier die Art Microgromia haeckeliana, welche einen fast geraden Schalenhals besitzt. Das granuloreticulose Netzwerk von Microgromia haeckeliana kann beachtliche Ausmaße annehmen:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_44419000.jpg) (https://flic.kr/p/24bugdf)
Neben Microgromia finde ich in meinen Proben Schalenamöben der Gattungen Ditrema und Heterogromia. Allerdings ist die genaue Zuordnung für mich sehr schwierig, da es außer der Monografie von de Saedeleer (s. Lit.) auch nur wenig Literatur gibt. Da bin ich etwas vorsichtig. Die folgende Art scheint mir zur Gattung Ditrema zu gehören (mit zwei Gehäuseöffnungen), welche jedoch mit 11 µm sehr klein ist. Evtl. handelt es sich um Ditrema mukrous:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_10261382.jpg) (https://flic.kr/p/22vbtCE)
Genauso schwierig zu bestimmen ist diese Heterogromia. Vielleicht Heterogromia intermedia? Auch diese Schalenamöbe ist sehr klein und filigran. Mit Hellfeld ist sie auf dem Deckglas schwer zu finden. Hier hilft nur die Durchmusterung mit höherer Vergrößerung (mindestens 20 X):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_52697953.jpg) (https://flic.kr/p/25crHZ1)
Noch kleiner ist Microcometes paludosa, die eigentlich nie über 10 µm hinaus kommt. Manchmal ist sie auf meinen schwimmenden Deckgläsern massenweise zu finden. Eine sehr häufige Art, die man in ,,normalen" Probe praktisch nie findet, weil die sich nicht in Ruhe ausbreiten kann:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures010/230866_41149443.jpg) (https://postimages.org/)
Neben diesen Zwergen, findet man aber auch wesentlich größere Viecher. Eine der häufigsten Rädertiere auf dem schwimmenden Deckglas ist bei mir Ptygura pilula. Diese gehäusebauende Art kann ca. 1 mm lang werden. Sie hängen oft massenweise kopfüber an meinen schwimmenden Deckgläsern, wie Fledermäuse. Man kann dies mit einer Lupe oder im Stereomikroskop sehr schön beobachten. Legt man das Deckglas mit den hängenden Rädertieren dann auf einen Objekträger und verringert die Schichtdicke langsam, so knicken sie um ein legen sich paralell zum Deckglas. Eine einmalige Gelegenheit, sie genauer zu untersuchen. Ptygura pilula bildet, wie viele andere Ptygura-Arten, ein Gallertgehäuse, welches bei dieser Art jedoch sehr regelmäßig mit den eigenen Kotballen beklebt wird. Dies dient wahrscheinlich der Tarnung. Fokussiert man auf die Gehäusewand, erkennt man die regelmäßige Anordnung der separaten Kotballen sehr schön. Ihre Farbe hängt vom jeweiligen Nahrungsangebot ab. Man erkennt oft ,,Farbsprünge":
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_11404313.jpg) (https://flic.kr/p/H8r3pC)
Verringert man die Schichtdicke weiter, lösen sich diese Kotballen von der Gehäusewand ab. Meistens ist Ptygura durch die geringe Schicktdicke nicht mehr bereit sich auszustrecken, aber in einer Probe hatte ich Glück und konnte das ,,gestrippte" Exemplar festhalten.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_59109011.jpg) (https://flic.kr/p/22vbtnE)
Daneben gibt es auch zahlreiche andere Gattungen und Arten, die am Deckglas siedeln. Hier noch ein koloniebildender Flagellat, der auffällige, baumartige Strukturen aufbaut, die ebenfalls aus Gallerte und den Kotballen aufgebaut werden. Es handelt sich um Rhipidodendron Huxleyi. Diese Art finde ich sehr häufig. Jedoch ist sie schwierig zu fotografieren, da die Kolonie eine dreidimensionale Baumstrukur bildet und weil die Flagellaten sich bei Deckglasdruck zurückziehen, die Geißeln abwerfen und sich abrunden. Wenn man eine angewachsene Kolonie findet, ist die Beobachtung nach dem (sehr) langsamen reduzieren der Schichtdicke wesentlich einfacher und man bekommt Rhipidodendron Huxleyi in voller Aktivität präsentiert:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_42659827.jpg) (https://flic.kr/p/Rk7Nbn)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230866_40644060.jpg) (https://flic.kr/p/SnRSAB)
Pfeile = Flagellaten in ihrer Gallertröhre
Ich hoffe, dies motiviert einige Leser zur Nachahmung, zumal die Technik einfach ist und zu schnellen Ergebnissen führt. Viel Spass beim ausprobieren!
Martin
Lit:
De Saedeleer, H. (1934): Beitrag zur Kenntnis der Rhizopoden: morphologische und systematische Untersuchungen und ein Klassifikationsversuch Verh. Koninkl. nat. Mus. Belge, 60, 1-112.
Diesen Tip(p) habe ich begeister aufgesogen!
Vielen Dank!
Gruß
Rolf
Beeindruckend einfache Präparation und erstklassige Aufnahmen.
Wenn das nicht zur Nachahmung ermuntert ....
Beste Grüße und vielen Dank
sagt Fraenzel
Lieber Martin,
wieder einmal ein faszinierender, beeindruckender Beitrag.
Danke !
JB
Hallo Martin,
danke für diese wunderbare Dokumentation und den interessanten Tipp, wird sofort nachgemacht.
Viele Grüße,
Michael L.
Hallo Martin,
Sein Wissen an andere weitergeben ist eine edle Eigenschaft, vielen Dank für die ausgezeichnete Dokumentation.
Das werde ich gleich in die Tat umsetzen.
Herzliche Grüße
Herbert
Hallo Martin,
ein hervorragender Tip für alle Tümpler (die sich sonst mit Sandkörnchen und sonstigem Detritus rumschlagen müssen)
Grüße
Wolfgang
Hallo Martin,
... :)
LG
bernd
Hallo Martin,
super Tipp!
Werde ich auf jeden Fall versuchen. Aber ob bei mir dann auch solche Fotos rausschauen....
Freundliche Grüße
Peter
Hallo Martin
die Technik war mir nicht neu, aber immer wieder toll was Du so findest!! Im Wasse tummle sich Gestalde, des soll mer net für möschlich halde! ;)
Danke fürs zeigen!!
Viele Mikrogrüße
Bernhard
Hallo Martin!
Schön zu wissen, was heuzutage alles an Erkenntnissen und optischer Darstellung möglich ist.
Aber ich bin fest davon überzeugt (Politikersprech), das Deine Microgromia haeckeliana in Wirklichkeit eine Wasserspinne ist, die ihr Netz nach neugierigen Mikroskopikern ausgeworfen hat.
Meine Aufwuchsträger und schwimmenden Deckgläser ruhen seit Wochen und Monaten auf verschiedenen Böden, in sogenannten Philadelphia-Plastikbrutbehälter-BioReaktoren auf der Fensterbank, z.B.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230930_30689639.jpg)
um aus ihnen die Mikroorganismengemeinschaften herauszulocken, wie z.B. aus dem Beachballspielsand:
http://stiftung-france.de/forum/viewtopic.php?f=31&t=265&sid=d326b59a31022c03b80ca9d8fac4f82e#p2696 (http://stiftung-france.de/forum/viewtopic.php?f=31&t=265&sid=d326b59a31022c03b80ca9d8fac4f82e#p2696)
Hier ein "BioDom" (neue Worte für olle Kamellen sind immer wichtig) mit schwimmenden Deckgläsern im Inneren eines Deckels eines Kaffebechers und rundem Deckel eines Minitomatenbehälters.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230930_50315679.jpg)
Noch weiß ich nicht, was sich dort drin vergnügt.
Winfried
Hallo,
auch ich fand diese Doku sehr spannend, auch wenn ich das Verfahren schon kannte und gelegendlich genutzt habe. Rhipidodendron hat sich bisher aber noch nicht darauf niedergelassen, weshalb meine Funde meistens so aussahen, wie Martin sie beschrieben hat: mit abgeworfenen Geißeln und gerundeten oft auch ausgewanderten Einzellern:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230940_23264094.jpg) (https://www.pic-upload.de)
Gelegentlich blieben sie aber in ihrem Haus, aber das nur bei hoher Schichtdicke, weshalb die Bilder natürlich auch nicht so umwerfend wurden. Hier einmal eine intakte Kolonie (siehe rechts unten). Dafür marodierender hier eine Amöbe:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/230940_14303791.jpg) (https://www.pic-upload.de)
Lg Gerd
Hallo Martin,
vielen Dank für die schöne Dokumentation - mit Deinen Bildern versteht man immer besser, was man oftmals staunend findet!
Einen ähnlichen Effekt erzielt man übrigens auch mit einem Vaseline-abgedichteten Mikroaquarium. Auch hier kann man über einige Wochen das Entstehen des Aufwuchses beobachten.
Viele Grüße
Michael
Liebes Forum,
ganz herzlichen Dank für die vielen, positiven Rückmeldungen! Ich sehe schon in vielen Arbeitszimmern oder Kellern hunderte von Deckgläsern schwimmen! Ich hoffe, dass ihr auch was zu sehen bekommt! Ich selbst habe nochmal 30 angesetzt. Sie schwimmen jetzt 2 Tage. Bald ist "Ernte"!
@Michael: Ja, in Mikroaquarien wächst natürlich auch so einiges an der "Decke"! Aber was ist, wenn man die die Schichtdicke verringern will? Tatsächlich ist zwar die Schichtdicke zwischen Deckglas und dem daran klebenden Objekt Null, aber man hat ja noch die Wasserschicht zwischen Objekt und Objektträger! Die darf man nicht vergessen! Bei kleinen Vergrößerungen spielt sie keine Rolle, aber ab dem 60 X Objektiv versaut sie die Beleuchtungsapertur. Man kommt also nicht darum herum, auch hier die Wasserschicht zu verringern, sonst wären die Aufnahmen der kleinen Microgromia in der Auflösung nicht möglich gewesen. Bei einem wenig bewachsenen Deckglas ist es kein Problem weiteres Wasser abzuziehen, aber geht das auch beim Vaseline-Aquarium?
Martin
Hallo Martin,
vielleicht sollte man mal versuchen, zwei große Deckgläser mit Vaseline zu einem Mikroaquarium zu verbinden, um die Gesammtdicke zu reduzieren. Da kommt man dann sicher mit der Beleuchtungsapertur besser hin, wenn unter 1mm Schichtdicke bleibt, zumal Wasser ja auch einen etwas geringeren Brechungsindex hat als Glas. und der Beleuchtungskegel im Wasser einen etwas spitzeren Winkel haben müsste, wenn mich meine Vorstellungskraft nicht täuscht.
LG Gerd
Hallo Martin,
ganz herzlichen Dank für diesen hochinteressanten Hinweis aus der Praxis. Natürlich schwimmen sie bei mir nun auch - die Deckgläser. Mir ist aufgefallen, dass ein Bild entweder verschwunden ist oder gar nicht eingestellt wurde: Ditrema mukrous beschreibst Du nur, zeigst aber keine Abbildung - aber das nur am Rand.
Gefragt habe ich mich, wie diese zarten, winzigen granuloreticulosen Amöben (und weitere Deckglas-Siedler) überhaupt die Unterseite des Deckglases erreichen. Nicht nur, dass sie magisch davon angezogen werden - die allermeisten Deckglas-Bewohner werden doch gewöhnlicherweise im Detritus am Boden von Gewässern leben. Umgerechnet auf menschliche Maßstäbe entspricht die Distanz vom Detritus in der Petrischale hin zur Deckglasunterseite hunderte, wenn nicht tausende Meter. Und diese Freiwasserdistanzen müssen erst einmal überwunden werden. Welche Microgromia tut sich das an? Und wie schaffen sie das? Denkst Du, es sind Turbulenzen und konvektive Verlagerungen ganzer Wasserkörper, die die winzigen Protozoen ohne Freiwasserstadien an die Deckglasunterseite spülen?
Vielen Dank und schöne Grüße
Ole
Hallo Ole,
das nenne ich einen aufmerksamen Leser! Tatsächlich habe ich vergessen den link für Ditrema einzufügen, was ich gerade nachgeholt habe.
Ja, wie kommen die Viecher ans Deckglas? Meiner Ansicht nach entweder durch bewegliche Stadien im Lebenszyklus (z.B. begeißelte Stadien bei vielen Amöben) oder aber durch Kontakt mit Detritus- oder Pflanzenteilen. Deshalb setze ich meine Petrischalen auch immer als "Gemüsesuppe" an. Aber tatsächlich ist das nur eine Theorie von mir. Es gibt zumindest eine gewisse Reihenfolge bei der Besiedlung. Zuerst kommen die Bakterien und dann kleine Flagellaten wie Bicosoeca. Erst nach ca. 2 Tagen kommen dann auch andere Protisten dazu (zumindest bei mir). Nach ca. 7 Tagen finde ich dann oft einen Bewuchs mit Cyanophyceen und trichalen Grünalgen und sessilen Rädertieren. Ciliaten, welche den Bakterienrasen abweiden, kommen dann auch dazu. Im Grunde kann man die Entwicklung eines Minibiotops bei der Entwicklung zuschauen. Vielleicht noch ein Tipp: wenn ich auf einem Deckglas noch nichts interessantes finde, löse ich es wieder vorsichtig vom Objektträger (Wasser seitlich zugeben) und lege es wieder in die Petrischale. Die entwickeln sich dann weiter.
Martin
Hallo Martin,
bei den von mir verwendeten Mikroaquarien (Hohlschliff-Objektträger mit großem Deckglas) ist die Schichtdicke bei ca. 80% der Fläche nicht anders als bei einem "normalen" Präparat. Lediglich im Bereich über dem Hohlschliff - der als Wasserreservoir dient - ist eine höhere Vergrößerung nicht möglich.
Natürlich sind meine Ausrüstung und meine Erfahrung nicht mit Deinen vergleichbar und über die Unterschiede zwischen DIK und schiefer Beleuchtung ist schon viel diskutiert worden. Dennoch möchte ich zum Vergleich ein paar Impressionen vom DG-Aufwuchs eines ca. 2 Monate alten Mikroaquariums zeigen:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/231089_54636159.jpg)
Schalenamöbe
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/231089_42708074.jpg)
Schalenamöbe
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/231089_42815147.jpg)
Bakterien
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/231089_47633461.jpg)
Blaualgen
Viele Grüße
Michael
Hallo Michael -
beim Tümpeln mit dem Inversmikroskop bei ähnlichen Schichtdicken hatte ich den Eindruck, dass viele Mikroben lieber den Boden besiedeln als die Decke - hast du mal probiert die Hohlschliff-Objektträger auf dem Deckglas liegend zu inkubieren und erst zur Untersuchung umzudrehen?
Viele Grüße
Rolf
Hallo Rolf,
gute Idee - ich habe gleich mal ein paar Mikroaquarien umgedreht. Mal sehen, was daraus wird.
Viel Grüße
Michael
Hallo Michael,
die Blaualge mit dem schwarzen Körper und dem grünen Kopf (bin blau-grün-schwach) ist doch eine Fake, die ist gedrechselt und gemalt, die gehört im Kunstmuseum ausgestellt.
Frage: Welches Objektiv (Art und Vergrößerung) hast hast Du für die schiefe Beleuchtung benutzt?
Winfried
Hallo Michael,
ich habe selber viele Jahre mit schiefer Beleuchtung gearbeitet und kann gut beurteilen, was da möglich ist und was nicht. Deine Ergebnisse sind jedenfalls hervorragend! Du zeigst 4 Objekte, die Du am Deckglas gefunden hast. Davon kann ich zwei sicher identifizieren. Das erste ist keine Schalenamöbe, sondern Salpingoeca marssonii! Ich bin zuerst auch drauf reingefallen, weil S. marssonii ein Gehäuse ähnlich einer Weinkaraffe besitzt und mit dem flachen Boden dieser "Karaffe" am Deckglas festsitzt. Man sieht diesen Flagellaten im Gehäuse also meist von unten und glaubt eine Schalenamöbe vor sich zu haben. In lateraler Sicht sieht Salpingoeca marssonii jedoch so aus:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/231124_34868631.jpg) (https://flic.kr/p/FHQHzg)
Auf Foto 7 und 8 Deiner Serie sieht man auch bei Dir ansatzweise das lange Flagellum.
Die von Dir gezeigte Oscillatoria (nach den Bakterien) ist Oscillatoria chlorina. Ich erkenne das Vieh mit einem Sack über dem Kopf, da es die Haus und Hof Cyanobakterie des Simmelrieds ist! Sie ist stark doppeltbrechend durch die feinen, inneren Strukturen und ruft im DIK tolle Farbeffekte hervor und besitzt immer hyaline Endkappen:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/231124_25584554.jpg) (https://flic.kr/p/2425WQe)
Die "Spirille" ist wahrscheinlich Leptospira. Die Cyanobakterie, die Du zuletzt zeigst, lässt sich ohne gleichzeitige Betrachtung von Dauerzelle und Heterocyste schwer bestimmen. Wahrscheinlich eine Anabaena.
Martin
Hallo Winfried und Martin,
@Winfried:
Zitat von: WinfriedK in März 21, 2018, 19:18:25 NACHMITTAGS
die Blaualge mit dem schwarzen Körper und dem grünen Kopf (bin blau-grün-schwach) ist doch eine Fake, die ist gedrechselt und gemalt, die gehört im Kunstmuseum ausgestellt.
Erwischt! 8)
Die Blaualge hat mich einfach ästhetisch angesprochen - vielleicht ist der Faden ja schon etwas degeneriert?
Die Aufnahmen sind mit einem Leitz PL Apo 100 entstanden - aber für die schiefe Beleuchtung ist die Kondensorseite wichtiger: Hier handelt es sich um einen einfachen Leitz Hellfeldkondensor (n.A. 0,9), bei dem ein Dunkelfeldkeil aus Pappe mit einem Gummiring unter der Klapplinse befestigt wurde (http://www.schwaben.de/home/mathias/ (http://www.schwaben.de/home/mathias/) Unterpunkt "Dunkelfeldkeil"). Durch Verschieben des Keils ist ein kontinuierlicher Übergang von klassischen Hellfeld -> leichtes Schieflicht -> fast streifende Beleuchtung -> Dunkelfeld (bis etwa 40er Objektiv) möglich. Je nach Objekt und Objektiv kann so die geeignete Beleuchtung gewählt werden.
@Martin:
Vielen Dank für die Bestimmung. An Flagellaten habe ich überhaupt nicht gedacht - dabei habe ich mich noch gewundert, dass das mittlere "Pseudopodium" so zappelt! Manchmal ist man halt wie vernagelt!
Noch mehr gefreut hat mich aber die Bestimmung von
Oscillatoria chlorina, da sie die Leib-und-Magenspeise von dem Gastrotrichen
Ch. elegans ist, der es erstaunlicherweise irgendwie schafft, Stücke von dem Faden abzubeißen:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures009/231139_11404313.jpg)
Endlich hat diese Cyanobakterie eine Namen!
Vielen Dank
Michael
Hallo Michael!
Danke für Deine ausführliche Antwort, besonders zur schiefen Beleuchtung/Dunkelfeld.
Da vergißt man fast den Wunsch nach DIC und einer dicken Brieftasche.
Ich habe Schwierigkeiten mit dem Dunkelfeld beim Carl Zeiss Neofluar 40/0,75 160/0,17 4618833.
Wenn ich mal gut drauf bin werde ich entsprechende Bastelversuche starten.
Winfried
PS.
"Leitz PL Apo 100" = 100x mit Öl Immersion ??
"Durch Verschieben des Keils ist ein kontinuierlicher Übergang von klassischen Hellfeld -> leichtes Schieflicht -> fast streifende Beleuchtung -> Dunkelfeld (bis etwa 40er Objektiv) möglich."
Du hast aber 100er Objektiv benutzt in diesem Fall ??
Do gibt es a schenes jiddisches lidl:
"Wenn ich eimo reich wär"
Grüße
Wolfgang
Hallo Winfried,
Zitat von: WinfriedK in März 22, 2018, 20:01:39 NACHMITTAGS
"Leitz PL Apo 100" = 100x mit Öl Immersion ??
"Durch Verschieben des Keils ist ein kontinuierlicher Übergang von klassischen Hellfeld -> leichtes Schieflicht -> fast streifende Beleuchtung -> Dunkelfeld (bis etwa 40er Objektiv) möglich."
Du hast aber 100er Objektiv benutzt in diesem Fall ??
Ja, klar - mit dem großen Besteck! Schiefe Beleuchtung ist bei jedem Objektiv möglich, da die Blende immer so justiert werden kann, dass der optimale Anteil des "Beleuchtungskegels" ausgeblendet wird. Dunkelfeld schaffe ich nur bis zum 40ger, da hier die Justierung bereits etwas kniffelig wird. Vielleicht müsste man etwas mit dem Öffnungswinkel des Dunkelfeldkeils experimentieren.
Ein schönes Wochenende
Michael