Liebe Pflanzenfreunde,
beim herbstlichen Aufräumen im Garten mussten - nachdem die Blätter mit der schönen Herbstfärbung abgefallen waren - auch einige Sprosse der Gewöhnlichen Jungfernrebe (Parthenocissus vitacea) dran glauben und ich habe die Gelegenheit genutzt, einige Sprossquerschnitt zu erstellen.
Wie sich die ursprünglich aus Nordamerika stammende Art in unseren Garten verirrt hat, wissen wir nicht - ein Vogel wird wohl nachgeholfen haben. Immerhin fühlt Sie sich an einem Rankgitter sehr wohl und darf wegen ihres schönen Laubes gerne bleiben.
Auf die Rankhilfe ist P. vitacea auch angewiesen, da sie nur recht selten Haftscheiben an den Rankenenden ausbildet, mit denen sich ihrer Verwandten (z.B. die Selbstkletternde Jungfernrebe - Parthenocissus quinquefolia) problemlos auch an Mauern, Masten und glatten Bäumen halten können.
Die jungen Sprosse der Gewöhnlichen Jungfernrebe sind grün und bekommen erst im zweiten Jahr eine hellbraune Rinde, die mit einzelnen Korkwarzen (Lentizellen) überzogen ist. Die Blätter sind fünffingerig und satt grün, die Herbstfärbung ist kräftig rot, später gelb. Aus den blaßgelben Blüten bilden sich im Spätsommer silbrig angelaufene, dunkelblaue Früchte, die an leuchtend rot-orangen Stielchen sitzen.
Als beliebte Zierpflanze, die aufgrund der fehlenden Haftscheiben die Bausubstanz nicht so sehr angreift, ist P. vitacea auch bei uns in Europa häufig anzutreffen.
Bild 1a/b: Früchte der Gewöhnlichen Jungfernrebe - nicht aus unserem Garten sondern eine Urlaubserinnerung.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_41149443.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_39785641.jpg)
Kurz zur Präparation
Nach dem freistehenden Schnitt auf dem Handzylindermikrotom (mit Leica Einmalklingen im SHK-Halter, Schnittdicke ca. 50 µm) wurden die in AFE fixierten Schnitte nach gründlichem Wässern nach Wacker W3A gefärbt und in Euparal eingeschlossen. Eine genaue Färbeanleitung kann auf den Seiten des MKB (http://www.mikroskopie-bonn.de/downloads/index.html#a15) heruntergeladen werden.
Für die Aufnahmen der ungefärbten Schnitte wurde fixiertes Material genutzt.
Und nun zu den Schnitten:
Im folgenden zeige ich zunächst den ungefärbten, dann den gefärbten Schnitt. Das dritte Bild ist dann komplett mit Maßstabsbalken und ggf. Beschriftung.
Bild 2a/b/c: Sprossquerschnitt in der Übersicht, Bild 1a ungefärbt aber fixiert, 1b mit Wacker Färbung, 1c inklusive Beschriftung. Vergrößerung 50x, Stapel aus 12 bzw. 11 Bildern.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_45523402.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_35287174.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_44419000.jpg)
Die Beschriftung von innen nach außen:
MP: Markparenchym
RapB: Raphidenbündel, quer angeschnitten oder längst
PXl: Primäres Xylem
Xl: Xylem
T: Trachee
Ca: Cambium
Pl: Phloem
MS: Markstrahl
Skl: Sklerenchymkappen der Leitbündel
RP: Rindenparenchym
Pd: Phelloderm
Pg: Phellogen
Ph: Phellem
Bild 3a/b/c: Das Periderm, Vergrößerung 200x, Stapel aus 14 bzw. 9 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_52697953.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_22597652.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_10261382.jpg)
Insbesondere im ungefärbten Bild 3a kann man schön die zusammengeschobenen Korkzellen des Phellems erkennen. Im Rindenparenchym erkennt man einige angeschnittene Raphidenbündel.
Die Parenchymzellen selbst sind voll mit Amyloplasten. Die Probe wurde nach dem Laubabwurf genommen und die Pflanze hat sich für den neuen Austrieb im kommenden Frühjahr gut mit "Vorräten" eingedeckt.
Bild 4a/b/c: Ein Leitbündel, Vergrößerung 100x, Stapel aus 10 bzw. 9 Bilder
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_59109011.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_42659827.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_40644060.jpg)
Um die Elastizität zu wahren, sind die einzelnen Leitbündel durch nach außen hin dicker werdende Markstrahlen getrennt. Die notwendige Festigkeit wird durch das stark lignifizierte Xylemparenchym und die Sklerenchymkappen erreicht.
Im Phloem sind Siebzellen (blau) und Geleitzellen (olivgrün) gut von einander zu unterscheiden. Vereinzelt sind auch Siebplatten zu erkennen. Die rot angefärbten Zellen gehen wohl auch hier wieder auf das Konto verschiedener sekundärer Pflanzenstoffe. Interessant ist, dass sie auch im ungefärbten Schnitt deutlich dunkel hervortreten - was auf ein Fixationsartefakt hinweisen könnte.
Auch hier sind die Amyloplasten in den Parenchymen gut zu erkennen.
Bild 5a/b/c: Primäres Xylem und Markparenchym, Vergrößerung 200x, Stapel aus 19 bzw. 15 Bildern
img]http://mikroskopie-bonn.de/Bilder-Host/170702_Jungfernrebe/111118_Gew_Jungfernrebe_Spross_quer_PXl_natur_200x_B13.8_ZS19_2_1024.jpg[/img]
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_17043416.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_28756230.jpg)
Sehr schön wieder die Amyloplasten, die angeschnittenen Raphidenbündel wurden bei der Färbung leider oft ausgespült und sind hier nicht mehr am Platz.
Nun noch einige Einzelbilder von den gefärbten Schnitten.
Bild 6: Der Phloemteil eines Leitbündels mit Siebplatten, Vergrößerung 200x, Stapel aus 9 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_18961937.jpg)
Fast ein Kirchenfenster! Sehr schön auch das Cambium am linken Bildrand.
Bild 7: Eine Sklerenchymkappe, Vergrößerung 400x, Stapel aus 6 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_47980820.jpg)
Die größeren Sklerenchymzellen haben einen Durchmesser von etwa 20 µm, der geschichtete Aufbau der Zellwand ist gut zu sehen.
Bild 8: Das Primäre Xylem, Vergrößerung 400x, Stapel aus 6 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_11653293.jpg)
Die stark lignifizierten Zellen des Xylemparenchyms sind gut zu erkennen.
Bild 9: Ein Raphidenbündel mit "Aufhängung", Vergrößerung 400x, Stapel aus 27 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_54636159.jpg)
Der Durchmesser des Bündels beträgt ca. 45 µm, es ist in einer Zelle mit einem maximalen Durchmesser von hier ca. 143 µm eingelagert.
Bild 10: eine Lentizelle (Korkwarze), Vergrößerung 100x, Stapel aus 16 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78534_42708074.jpg)
Die auffälligen Lentizellen haben einen Außendurchmesser von etwa einem halben Millimeter und sind so auf der Rinde des Sprosses auch mit dem bloßem Auge gut zu erkennen.
Vielen Dank fürs Anschauen, Anmerkungen und Kritik sind wie immer willkommen.
Herzliche Grüße
Jörg
Edit 03.07.2017: Bilder wieder hergestellt.
Hi Jörg,
absolut geniale Bilder !!!
Ab in die Schulbücher damit
;)
Hallo,
auch wenn ich mangels Fachkenntnis die großartige Präsentation nicht würdigen kann, muß ich gestehen, selten etwas so schönes gesehen zu haben. Also ganz herzlichen Dank!
Lieber Jörg,
hast Du versehentlich die Drucker-Nachfülltinte statt in einem Drucker hier in Deinen Rechner gefüllt? Ich kann mich nur den vorhergehenden Kommentaren anschließen, wirklich beeindruckend.
Obwohl, Bild 3a gefällt mir irgendwie am besten. Die Eigenfärbung wirkt sehr ausgewogen.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Liebe Freunde,
vielen Dank für Euer großes Lob!
Von der Ausprägung der Färbung war ich auch sehr überrascht. Ich verwende ja immer den gleichen Prozess zum Färben nach Wacker W3A, aber auch wenn die Färbungen abhängig vom Material immer etwas anders ausfallen: so lebendige Farben habe ich selten gesehen.
Aber auch die ungefärbten Schnitte sind sehr kontrastreich und einige Details sind da sogar noch besser zu erkennen. Dies gilt insbesondere für das Phellem aber auch für die quer geschnittenen Raphidenbündel und die Amyloplasten. Etwas schade ist, dass meine Kamera mit abgestuften rottönen nicht so gut klar kommt. Dies fällt bei den "mäandernden" Korkzellen und der Lentizelle besonders auf. Beide Bereiche sind beim direkten Blick ins Mikroskop deutlich kontrastreicher.
Allen herzliche Grüße
Jörg
Hallo Joerg
Ich finde keine Worte ... :-))
Gerhard
Ps: schoen mit dem ipad vor dem Fruehstueck im Bett zu sitzen und so etwas zu sehen ...
Lieber Gerhard,
schön, dass ich Dir das Aufstehen versüßen konnte. ;D
Herzlichen Dank für Dein Lob und einen guten Start ins Wochenende!
Jörg
Hallo,
ich bin neu hier im Forum und muss nach einiger Zeit feststellen, dass hier wirklich eine wahre Pracht der Naturbilder auf den Nutzer wartet.
Absolut phantastisch!
Viele Grüße
Rainer
am absolutely fascinated by the clarity of these images :o :o
very good job!
arturo
Hallo Jörg,
ich bin beeindruckt.
Das Bild Nr. 5 a zeigt klare Strukturen, toll.
Gruß
Hans-Jürgen
Lieber Jörg,
ich schließe ich allen an: eine tolle Leistung! Besonders die ungefärbten Schnitte offenbaren eine ungeahnte Informationsfülle und sind fotografisch sehr gut dargestellt.
Ein kleiner Lapsus ist Dir unterlaufen, den ich um der Klarheit korrigieren möchte:
ZitatUm die Elastizität zu wahren, sind die einzelnen Leitnündel durch nach außen hin dicker werdende Leitbündel getrennt.
muss heißen:
Markstrahlen. Es handelt sich um den Lianen-, Aristolochia- oder auch Clematis-Typ des sekundären Dickenwachstums.
Herzliche Grüße
Detlef
Liebe Freunde,
abermals vielen Dank für Euer Lob!
Lieber Detlef,
erst mal Danke für den Hinweis - es war wohl gestern Abend etwas spät. Natürlich sind die Leitbündel nicht durch Leitbündel voneinander getrennt :-[ - ich hab's schon korrigiert.
Bei den ungefärbten Schnitten war ich auch sehr überrascht, besonders 3a und 5a sind so kontrastreich, dass man alle Gewebe auch ungefärbt gut unterscheiden kann. Gut, dass ich mir da eine Probe genommen habe! Beim Aufräumen im Garten war ich drauf und dran, alles in den Kompost zu drücken. Ich hatte ähnliche Querschnitte wie beim Wein (Vitis vinifera) vermutet - was ja auch stimmt, da er ebenfalls den Lianentyp zeigt, aber dass die Schnitte so klar werden, habe ich nicht gedacht. Auch die vielen Amyloplasten und Raphidenbpündel habe ich nicht erwartet.
Allen herzliche Grüße!
Jörg
Hallo Freunde der Mikroskopie.
Damit ihr euch unter dem Begriff "Raphidenbündel" etwas vorstellen könnt gebe ich ein paar Bilder zum Besten.
Allerdings jetzt im Winter und als "Sukkulentologe" aus einer Aloe.
Interessant ist allerdings in, allen mir bekannten Objekten, daß die Nadeln in der Längsachse des Objektes liegen, egal ob Sproß oder Blatt.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78602_51055677.jpg) (http://www.fotos-hochladen.net)
oder hier im fast beinahe Längsschnitt angerissen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78602_12907973.jpg) (http://www.fotos-hochladen.net)
Klaus
Lieber Klaus,
vielen Dank für Deine REM-Bilder von Raphiden-Bündeln, die einen anderen Blick eröffnen und so der Vorstellung auf die Sprünge helfen.
Wenn ich mir meine Schnitte von der Jungfernrebe anschaue, finde ich die Bündel allerdings in den unterschiedlichsten Lagen zur Längstachse des Sprosses:
Bild 11a/b: Raphidenbündel im Rindenparenchym und den Markstrahlen der Gewöhnlichen Jungfernrebe, Bild 11b mit Beschriftung. Vergrößerung 200x, Stapel aus 30 Bildern.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78667_42815147.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78667_47633461.jpg)
Ich habe lange in den 10 Schnitten gesucht, die ich präpariert habe, bis ich eine Stelle gefunden habe, in der eines der Raphidenbündel in den Markstrahlen angeschnitten ist, aber noch erkennbar zum umgebenden Gewebe gehört (die senkrecht zur Sprossachse stehenden Bündel sind natürlich in 50 µm Scheiben geschnitten und haben sich bei der Präparation oft aus dem umgebenden Gewebe gelöst und über den ganzen Schnitt verteilt. Aber bei den oben stehenden Bildern ist - so glaube ich - ganz gut zu erkennen, was ich meine). Der etwas schwammige Eindruck liegt an der hohen Zahl der verrechneten Einzelbilder: R1 und R3 liegen auf der Z-Achse gut 40 µm auseinander, die Aufnahmen sind mit einem Leica PlanApo 20x/0,6 gemacht.
In den Markstrahlen liegen regelmäßig Raphidenbündel, die (annähernd) senkrecht auf der Längstachse des Sprosses stehen (hier R1 im Anschnitt und R2 geschlossen). Daneben gibt es Bündel wie R3, die ohne spezielle Ausrichtung im Parenchym eingebettet sind und natürlich die Bündel, die parallel zur Sprossachse liegen, also quer angeschnitten sind (R4). Dieser Typ überwiegt im Markparenchym.
Herzliche Grüße
Jörg
Edit 03.07.2017: Bilder wieder hergestellt.
Lieber Jörg,
vielen Dank für die großartige Präsentation!
Ausgezeichnete Bilder!
Lieber Anatoly,
auch Dir vielen Dank für Dein Lob! Es freut mich, dass Die die Bilder gefallen.
Herzliche Grüße
Jörg
Lieber Jörg,
Deine Bilder sind wirklich unglaublich :) Einfach nur spitze !
Viele Grüße
David
Lieber David,
auch Dir vielen Dank für die Blumen!
:D
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo Jörg,
Tolle Aufnamen! Beste Grüsse,
Rolf
Lieber Rolf,
herzlichen Dank! Schön, dass Dir die Bilder gefallen.
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo Jörg,
du wirst dich wundern, aber der Markstrahl verläuft meiner Meinung nach von Innen nach Außen. Wenn dann die Raphidenbündel im Querschnitt längs geschnitten werden ist das für mich ok. Aber zum Verständnis, das sekundäre Dickenwachstum im Xylem - also Holz - ist Dreidimensional.
Aus dem Grund habe ich damals für meine Studenten einen Bastelbogen entworfen, der das Verständnis für die 3. Dimenson fördern sollte.
Den Gebe ich hier mal zum Besten - to whom it may belong.
Querschnitt ist halt doch nur eine von drei möglichen Schnittrichtungen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/78881_59464845.jpg) (http://www.fotos-hochladen.net)
Viel Spaß beim Basteln, wir haben schließlich Advent
Klaus
Lieber Klaus,
ah, Du meintest also parallel zur Längsachse der jeweiligen Gewebe? Das würde bei den Bündeln R1 und R2 passen. R3 legt sich dann aber doch ein wenig quer - aber es handelt sich ja um eine gewachsene Struktur.
Danke für den Schnittebenenquader - ein schönes Modell! In Wanners Mikroskopisch-Botanischem Praktikum (erste Auflage 2004) gibt es im Kapitel zum sekundären Dickenwachstum auf Seite 198 eine sehr schöne perspektivische Zeichnung dazu (Abb. 14.2.12).
Im gleichen Buch lohnt sich auch ein Blick ins Kapitel 8: Kristallidioblasten. Anhand der Agave (Agave americana) werden insbesondere die Rapidenbündel ausführlich besprochen und es gibt auch einige Sätze zur Bildung der Raphiden (die Detlefs Aussage bestätigen, auch wenn sie eher an der Oberfläche bleiben) und ihrem inneren Aufbau (sehr schöne REM Aufnahmen Abb. 8.1.3 - bis Abb. 8.1.8 auf den Seiten 100 und 101.
Auch die Ausrichtung parallel zur Längsachse wird angesprochen und es gibt ein paar Worte zum Nachweis (Calciumoxalat wird von Essigsäure nicht gelöst, wohl aber von Salzsäure).
Herzliche Grüße
Jörg
Liebe Freunde,
anbei ein kleiner Nachschlag zur Gewöhnlichen Jungfernrebe. Die Bilder sind gestern bei Holger Adelmann auf einem Orthoplan mit 63x PlanApo Öl entstanden, die Aufnahmen haben wir mit der Moticam 2300 gemacht.
Bild 12: Raphidenbündel mit Hülle bei gekreuzten Polfiltern, Vergrößerung 630x, Einzelaufnahme.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/81527_22322349.jpg)
Das Bündel wurde beim Schnitt aus dem umliegenden Gewebe gezogen und die dunkelblau angefärbte Hülle zerstört. Die Anschnittlinie oben rechts ist gut erkennbar. Unten links im Bild eine weitere, noch intakte Hülle.
Bild 13: Das Periderm, hier insbesondere das Phellem mit den gefalteten Zellwänden, Vergrößerung 630x, Einzelaufnahme.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/81527_64981649.jpg)
Bild 14: Eine Sklerenchymkappe, Vergrößerung 630x, Einzelaufnahme.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/81527_38493088.jpg)
Hier lag unser Augenmerk auf den Tüpfelkanälen zwischen den Zellen und den verbliebenen kleinen Zelllumina.
Herzliche Grüße
Jörg
Edit 03.07.2017: Bilder wieder hergestellt.
Hallo,
trotz der Spirenzien der Suchfunktion fand ich (über Umwege) gottlob diesen tollen Beitrag Jörgs wieder.
(Anregungen hin zu einer ,,Lexikalisierung" des Forums würden sich fast erübrigen – meine Meinung – wenn nur die Suchfunktion funktionierte ...)
Als ich mich heute an Parthenocissus quinquefolia ,,verging" – hier eine Übersicht – zeigte sich das Schnittbild dieses einjährigen Sprosses ,,raphidenverseucht" (z.B. ein Schwarm auf 12 Uhr):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures004/144974_25196893.jpg) (http://www.fotos-hochladen.net)
Meine ,,tapsige" Nachsuche erbrachte als eine mögliche Quelle Idioblasten, die (hoffentlich schreibe ich das jetzt richtig) in direkter Verlängerung der Markstrahlen gelegen sind. Hier finden sich kompakte Raphidenbündel (auch in Jörgs Aufnahmen zu sehen, als solche dann im ,,Nachtrag" gekennzeichnet):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures004/144974_59869823.jpg) (http://www.fotos-hochladen.net)
Und Jörgs ,,Nachschlag" illustriert mein ,,raphidenverseucht" auf das Trefflichste.
Nun zu meiner Frage: Raphiden im Spross hatte ich noch nicht gesehen – ,,Parthenocissus + Raphiden" bei Googel führte auch zu:
https://www.uni-hohenheim.de/lehre370/weinbau/biologie/vitaceae.htm
https://www.uni-hohenheim.de/lehre370/weinbau/bild_htm/morphol/raphiden.htm
Trotz des scheinbaren (oder tatsächlichen) Widerspruchs – ist Calciumtartrat eine Möglichkeit?
Viele Grüße,
Heiko
Lieber Heiko,
danke für Deinen interessanten Beitrag und Dein Lob! Calciumtatrat? Davon habe ich bisher im Zusammenhang mit Raphiden noch nicht gehört.
Zwei Dinge fallen mir auf: Tatrate sind die Salze der Weinsäure und Calciumtatrat ist wie Calciumoxalat kaum in Wasser löslich, das könnte ggf. passen. Und die Form wird in Deinem Link mit einem spitzen und einem schwalbenschwanzartigen Ende beschrieben. Dies passt nicht zu den Calciumoxalat-Rhapiden, die an beiden Enden spitz zulaufen ("Zahnstocher").
Ich habe in meinen Bildern nachgesucht und kann die Schwalbenschwänze nicht finden, halte aber beide Varianten für möglich. Seltsam nur, dass der Text von Calciumoxalat spricht, dann aber ein Bild verlinkt ist, das Calciumtatrat Raphiden zeigt.
Morgen in Darmstadt werde ich einmal Detlef darauf ansprechen, vielleicht meldet sich aber auch Rolf zum Thema, der sich sicher gut auskennt.
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo Jörg -
leider sind die hier verlinkten Dokus und Bilder schon gefühlte 100 Jahre alt und ich habe praktisch keine Unterlagen mehr zur Verfügung, auch kenne ich die Quellen nicht mehr aus denen ich damals meine Weisheiten geschöpft habe.
Dazu kommt, dass viele der Bilder aus der Steinzeit der Online-Lehrunterlagen stammen, in der man sehr mit Pixeln geizen musste - man sieht das an dem winzigen REM-Bild des Raphidenbündels im Rebenblatt - natürlich war das Original groß und scharf. Man kann aber trotzdem noch erkennen, dass es sich da nicht um die typischen dünnen, wirklich nadelförmigen, Ca-Oxalatkristalle handelte und mit einiger Phantasie sieht man auch die "schwalbenschwanz-ähnlichen" Enden an den relativ breiten Kristallen. Ich habe auch noch ein erdenschlechtes Foto von einem Weinsteingemisch im Polmikroskop, bei dem man dieses Schwalbenschwänze auch sieht. Weinstein ist ja ein variables Gemisch aus Weinsäure (KaH-Tartrat) und anderen Tartraten, auch Schleimsäure.
Dass in dem verlinkten Text von Ca-Oxalat geredet wird war schlicht ein Fehler von mir - ich habe bei der Gelegenheit noch weitere Fehler entdeckt :(.
Aber das Vorkommen auch dieser Substanz hast Du ja gezeigt, denn ganz offensichtlich handelt es sich bei den in diesem Zwirn abgebildeten Raphidenbündeln im Spross von Parthenocissus (sind mir zwar bei der Weinrebe nie aufgefallen) um Ca-Oxalat, während wir die Kristalle auf unsere Fotos damals aus Standesgnaden als Ca-Tartrat interpretiert haben weil wir das auch von anderen Stellen kannten und es bei Vitis vinifera ja nicht ungewöhnlich wäre. Allerdings haben wir dazu keine chemischen Analysen gemacht.
Viele Grüße und nochmals Gratulationen zu dieser glänzenden Dokumentation, bei der mir besonders die ungefärbten Schnitte gefallen haben (ich gebe allerdings zu, dass für didaktische Zwecke die Färbung nicht nur ästhetisch sondern auch wichtig ist).
Rolf
Danke, Rolf, für die Erklärung.
Nein, Schwalbenschwänze waren auch in der Nachsuche bei Parthenocissus nicht aufgetaucht.
Bei Vitis vinifera hingegen – allerdings vollständig raphidenfrei – tauchten an gleicher Stelle diese Kristalle auf:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures004/145026_5036582.jpg) (http://www.fotos-hochladen.net)
Viele Grüße,
Heiko
Nachtrag:
Raphiden sind auch da, hatte sie übersehen, Entschuldigung.
Heiko
Hallo Heiko -
die Form würde für Tartrat passen - ich meine im Forum wurden öfter mal Kristallfotos von trocknendem Wein publiziert, wo solche Teile zu sehen waren.
Gruß
Rolf
Hallo Rolf,
ich befürchte nur, dass die Kristallographen solche Form-Substanz-Vermutungen nicht tolerieren werden ... ;)
Viele Grüße,
Heiko
Hallo Heiko -
nun ja, in einer wissenschaftlichen Publikation hätte ich das auch nicht toleriert.
Aber bei Vitis vinifera und deren Produkten reichen mir die vorhandenen Indizien völlig ;D
Gruß
Rolf
Lieber Rolf,
Uni Hohenheim - das hätte ich wissen müssen. ;-)
Nach unserem Gespräch gestern in Darmstadt habe ich heute noch einmal meine Präparate durchforstet. In den Schnitten der Jungfernrebe habe ich nur Zahnstocher gefunden: die Raphiden tragen an beiden Enden eine Spitze.
Bei den Weinreben (Vitis vinifera) - der Forenthread dazu findet sich hier (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=7057) - habe ich nur eine kleine Gruppe einigermaßen frei liegend gefunden, die einen Hinweis auf ein gabelförmiges Ende gibt. Die anderen Raphiden lagen entweder im Bündel und überdeckten sich gegenseitig oder waren noch in der Hülle.
Hier die Aufnahme dazu (im zweiten Bild gibt es einen Maßstabsbalken):
Raphide in einem Fruchttrieb von Vitis vinifera in polarisiertem Licht, Vergrößerung 1000x, Stapel aus 6 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures013/145118_36849274.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures013/145118_63208015.jpg)
Auch hier liegt das relevante Ende unter einem Gewebestück, es ist aber eindeutig eine Gabelung aus zu machen. Es stellt sich allerdings die Frage, ob es sich um eine angebrochene und eine ganze Raphide handelt, oder ob da eine angebrochene und zwei ganze Raphiden liegen. Ich bin mit meiner Optik da am Anschlag dessen, was ich auflösen kann, zumal meine Kamera bei Polaufnahmen immer einen unschönen Rotschleier drüber zieht.
Nimmt man an, dass es sich nur um zwei Rapiden handelt, hätte die unbeschädigte eine Länge von ca. 35 µm, bei einer Breite von 0,9 µm. Eine Gabelspitze wäre dann ca. 0,4 µm lang.
Vielleicht wird ja noch jemand in seinen Präparaten von Vitis vinifera und/oder Parthenocissus vitacea fündig und kann hier Bilder zeigen?
Herzliche Grüße
Jörg
Edit: verschwundene Bilder nachgetragen.
Edit 2: Bilder wieder aus dem Orkus geholt.
Hallo Jörg & Heiko -
da bleibt mir ja nichts anderes übrig als im Sommer die versäumten Untersuchungen nachzuholen, und auch im Spätherbst heldenhafte Selbstversuche vorzunehmen ;D
Viele Grüße
Rolf
Lieber Jörg,
Du hast zu Deinen Fotos eine kritische ,,Fehlerbetrachtung" gleich mitgeliefert. Die Gefahr einer Fehleinschätzung – z.B. durch leichte Scherenlage zweier Raphiden – sehe ich wie Du.
Speziell bei diesen beiden Aufnahmen ,,kommt mir spanisch vor", dass sich die Objekte südwestwärts verjüngen. Und dies alles im Grenzbereich vernünftiger Abbildbarkeit (auf meinen ,,Fuhrpark" bezogen) ...
Hallo Rolf,
warum willst Du so lange warten? Zumindest im Obstbau gilt: bei frostfreiem Wetter darf geschnitten werden. Und Du wirst doch nicht auf den Heurigen warten wollen? ;D
Viele Grüße,
Heiko
Lieber Heiko,
ja, so ist es: das Hauptproblem ist, dass es sich auch um zwei fast parallel liegende Raphiden handeln könnte.
Ich fürchte, letzte Klarheit kann nur eine EM-Aufnahme schaffen, die auch den Vergleich mit gebrochenen Raphiden ermöglichen muss.
Genügend Raphiden für eine chemische Analyse zu präparieren, dürfte extrem aufwändig sein.
Was den Schnitt angeht: da sollte man schon warten, bis die Pflanze ausgeschlagen hat, da in der Winterruhe die Gewebe etwas "verschrumpelt" sind. :-)
Für den gärtnerischen Rückschnitt ist das ein Vorteil, aber für uns Mikroskopiker eher nicht zu empfehlen.
Herzliche Grüße
Jörg
Liebe Pflanzenfreunde,
vor kurzer Zeit hatte ich zufällig gesehen, dass aus dem Thread hier meine Bilder verschwunden waren und ich habe sie wieder hergestellt. Dabei sind mir nochmals die aussergewöhnlich lebhaften Farben der Sprossquerschnitt der Gewöhnlichen Jungfernrebe (Parthenocissus vitacea) aufgefallen und ich wollte probieren, ob sich diese auch mit meinem jetzigen Standardrezept und W3Asim II reproduzieren lassen.
Ausserdem war das natürlich eine gute Gelegenheit, meine derzeitige Fotoadaption am neuen DMLS Stativ zu testen.
Zunächst das "Rezept":
- Probenahme eines Sprosses im Garten
- Schnitt des frischen Sprosses auf dem "Tempelchen" mit Jung Zylindermikrotom und Leica Einmalklingen im SHK Halter
Schnittdicke ca. 50 µm
Bild 15: Das "Tempelchen" (ein Tischmikrotom - Ständer von Olafs Drehbank) mit eingesetztem Handzylindermikrotom von Jung
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_17043416.jpg)
- Aufnahme eines frischen Schnittes (Leica DMLS / Canon D100)
- Fixierung in AFE für 24 Stunden.
- Stufenweises Überführen in Aqua dest.
- Klären mit Klorix (1:4) für ca. 1:30 Minuten
- Mehrfaches gründliches Spülen mit Aqua dest. bis kein Chlorgeruch mehr wahrnehmbar
- Bleichen mit Chloralhydrat (250g / 100 ml Aqua dest.) für ca. 24 Stunden
- Mehrfaches gründliches Spülen mit Aqua dest.
- Färben mit W3Asim II für 7 Minuten mit einmaligem Erwärmen bis zum Dampfen
- Mehrfaches gründliches Spülen mit Aqua dest.
- Sanfte Differenzierung in Aqua dest. (ca. 3 Stunden)
- Kurzes Differenzieren mit Ethanol 70%
- Entwässern mit reinem Isopropanol (3 * im schnellen Wechsel, 2 * 1 Minute, 2 * 5 Minuten)
- Eindecken in Euparal
Die Schnitte waren extrem schleimig, sie zogen sogar beim Tranport mit dem Pinsel fäden.
Fotografiert habe ich mit meinen bekannten Objektiven:
- N Plan 5x / 0,11 (506029)
- HC Plan Apo 10x / 0,40 (506284)
- Plan Apo 20x / 0,60 (506035)
- N Plan 40x / 0,65 (506020)
am neuen Leitz DMLS mit Okularadaption einer Canon D100 über das Original-Okular des DMLS (L Plan 10x/20 Brille - 506809), die Bildverarbeitung blieb unverändert (Z-Stapel mit Zerene Stacker, XNView, Neat Image V8, Jens Rüdings Aufmaßprogramm und Paint zum Beschriften.
Und wie schaut das ganze nun aus? Nun, ich gestehe, ich war ziemlich enttäuscht:
Bild 16a,b: Der Querschnitt zunächst in der Übersicht, Bild 16b mit Beschriftung, Vergrößerung 50x, Stapel aus je 24 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_28756230.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_18961937.jpg)
Bild 17a-c: Etwas näher heran: eines der Leitbündel, Bild 17a ungefärbter frischer Schnitt, Bild 17c mit Beschriftung; Vergrößerung 100x, Stapel aus 26 bzw. 19 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_47980820.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_11653293.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_54636159.jpg)
Im Mark und in den Bildern 16a-b auch im Rindenparenchym sieht man die große Anzahl an Schleimzellen-Idioblasten. Raphiden sind nicht zu sehen.
Bild 18a,b: Xylem, Cambium und Phloem; Vergrößerung 200x, Stapel aus je 11 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_42708074.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_42815147.jpg)
Und zu guter Letzt noch ein Detail mit dem 40ger NPlan:
Bild 19a,b: Xylem, Cambium und Phloem; Vergrößerung 400x, Stapel aus je 10 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_47633461.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_63130991.jpg)
Bild 20: Überblick über den Querschnitt im Vergleich (Präparation von 2011) - W3a und 100x C-Plan:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/219188_22322349.jpg)
Zunächst einmal: die 16 MP Bilder aus der D100 verhalten sich bei der Bildverarbeitung doch deutlich anders als die nur 4 MP großen Bilder meiner alten PS 520A. Da ist noch Luft nach oben.
Dann ist der damalige Spross im November "geerntet" worden, also schon in der Ruhephase mit eingelagerten Reservestoffen in den Zellen vor allem des Markparenchyms. Und er zeigt schon ein deutlich weiter fortgeschrittenes sekundäres Dickenwachstum.
W3Asim II zieht die Färbung natürlich ins Grünliche, während beim original W3A die Parenchyme blau gefärbt sind.
Aber: wo sind die lebhaften Farbstrukturen hin? Zum einen hat sicher das Klorix und das Chloralhydrat den Schleim aus den Zellen vertrieben, der dort in den alten Bilder verblieben ist. Andererseits wurde der jedoch nicht ganz entfernt sondern haftet stellenweise noch unschön am Schnitt (Art in Bild 16b).
Gut, irgendwie war sowas ja auch zu erwarten. Was soll man sagen? Ganz eindeutig ist der Einfluß der Struktur der Probe nicht von der Hand zu weisen, aber auch die Färbung selbst beeinflußt das Ergebnis in mindestens ebenso großem Maß. Nun bin ich natürlich angestachelt und werde es im November noch mal mit dem alten W3A Rezept versuchen.
Vielen Dank fürs Lesen, Anregung und Kritik sind wie immer willkommen.
Herzliche Grüße
Jörg