Im Folgenden werde ich zwischendurch immer mal wieder was einstellen. Für konstruktive Kritik, Anmerkungen und Diskussionen (gerne auch über alles, was mit der entsprechenden Pflanze zu tun hat) wäre ich sehr dankbar! Bildbeschriftungen finden sich unter der unter jedem Bild angegebenen Bildadresse (anklicken, dann mit Mauszeiger über das Bild fahren) und können bei Bedarf editiert werden.
Für den Anfang Blattstiel und Blatt des Ampfers (Rumex), den ich an einem Waldweg mitgenommen habe.
Vgl: http://de.wikipedia.org/wiki/Rumex
Technik: Fixierung in Ethanol 70 % und Formalin 4 % 1:1, Handschnitte mit Rasierklinge, Färbung mit Etzold grün, Eindeckmedium Euparal.
Die Bilder wurden teilweise mit CombineZP gestacked, dank Autostich waren Übersichtsaufnahmen auch ohne entsprechendes Objektiv (4x ist schon zu stark) oder Scanner möglich. Nachbearbeitung mit Picasa. Foto über Fototubus, Kamera Canon 600D, Programm "P".
1) Blattstiel:
Die größeren Leitbündel sind zirkulär, aber auch in einer Geraden durch die Mitte angeordnet. Das Phloem weist bei den inneren Leitbündeln nicht immer streng nach außen! Die vorgewölbten Stielkanten sind offensichtlich durch Kantenkollenchym mechanisch verstärkt. Das Kantenkollenchym liegt radiär zu den äußeren Leitbündeln. Außen sitzen Drüsenhaare.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_22124144.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._5.JPG
2) Die zentrale Blattrippe zeigt einen ähnlichen Aufbau:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_34674690.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._1.jpg
3) Leitbündel, Kantenkollenchym und Drüsenhaare:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_12376170.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._15.JPG
4) Das Leitbündel. Offensichtlich offen kollateral mit Bündelscheide und Sklerenchymkappe über dem Phloem (?).
(An den Bildrändern kommt es scheinbar zu Artefakten, die den Eindruck organischer Strukturen erwecken.)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_37660936.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._11.JPG
5) Das Kantenkollenchym:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_594534.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._9.JPG
6) Blattquerschnitt. Sehr gut zu erkennen die obere und untere Epidermis, das Pallisaden- und Schwammparenchym mit Leitbündeln. Cuticula und Stomata kann ich hier nicht abgrenzen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_24375925.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._8.JPG
7 - 8 ) Die (Drüsen-)Haare scheinen von einem Sekret überzogen zu sein, das auch der Alkoholreihe standgehalten hat. Sie stehen scheinbar bevorzugt über den Blattrippen/Leitbündeln.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_59888845.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._10.JPG
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_39523568.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._7.JPG
9) Das hier sieht mir nach einem Stoma mit Schließzellen aus:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_9853575.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._16.JPG
10 - 11) Und hier noch zwei unbekannte Strukturen. Das erste könnte vielleicht ein Stoma sein, das zweite sind vielleicht rudimentäre Drüsenhaare (?):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_1343394.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._6.JPG
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89676_55079162.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Rumex_sp._2.JPG#.7B.7Bint:filedesc.7D.7D
Lieber Christian,
ich gehe einmal davon aus, dass Du freihand mit der Rasierklinge geschnitten hast. Das ist eine echte Kunst und für diese Methode sind Deine Schnitte klasse geworden. Wenn Du Deine Technik ohne den Einsatz eines Mikrotoms verfeinern möchtest, denke über den Einsatz von Holundermark (trocken schneiden) oder Möhre (Schneiden angefeuchtet mit Ethanol 70%) nach.
Wenn Du magst, kannst Du Dir im Downloadbereich (http://www.mikroskopie-bonn.de/downloads/index.html#a15) der MKB-Webseite (http://www.mikroskopie-bonn.de) einmal "Von der Probe zum Präparat" herunter laden. Vor einiger Zeit habe ich da einmal meine Erfahrungen mit Handschnitten in Holundermark beschrieben. Die Färbung dort ist eine Abwandlung des Etzold-Rezepts mit stark verdünnter Farbe und langer Färbedauer (24h), die besonders bei den etwas dickeren Handschnitten schöne Ergebnisse bringt und auf Rolf-Dieter Müller zurück geht. Sie funktioniert natürlich auch mit Etzold Grün.
Ein einfaches Handzylindermikrotom (um 70 - 90€) mit Einmalklingen (Leica, ca. 75 € für 50 Stück) und Halter (SHK Halter, über Detlef, ca. 45 €) würde sich aber auf jeden Fall lohnen. Achte ggf. darauf, dass es eine Klemme und nicht nur einen Stempel hat. Auch dazu findest Du auf unserer Webseite Informationen in der Bibliothek unter "Botanische Mikrotechnik (http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanische_mikrotechnik/index.html)". Vielleicht gefallen Dir auch die Artikel zu verschiedenen Färbungen an gleicher Stelle.
Versuche, zum Fixieren die original AFE Rezeptur zu verwenden (Ethanol 70%, Essigsäure 99% und Formaldehyd 35%) im Volumenverhältnis 90:5:5. Die Säure und das Formaldehyd bekommst Du in der Apotheke. Da die Chemie nicht "apothekengängig" ist, muss extra bestellt werden, das kleinste Gebinde Essigsäure hat 250 ml, Formaldehyd gibt es erst ab 1000 ml.
z.B: Essigsäure:
Acidum aceticum glaciale
99%
Caelo (Caesar & Lorentz GmbH, Hilden)
Bestellnummer 09353101
Alternativ: Omas Eisessig aus dem Lebensmittelregal. ;D
z.B. Formaldehyd:
Formaldehyd-Lösung 35% Ph. Eur.*
35%
Hedinger, Stuttgart
PZN 7474824
Alternative: Formaldehyd gibt es auch im Baumarkt
So, die Beispiele oben ersparen dem gewillten Apotheker die Suche in seinen Katalogen. Die meiste Arbeit wird die Suche nach einem gewillten Apotheker machen. ;)
Der Vorteil des Bezuges aus dem Chemikalienhandel (der Endverbraucher nicht mehr direkt beliefert - dank der tollen Gesetzeslage ... hier im Forum schon häufiger diskutiert) liegt darin, dass Du sicher sein kannst, keine unbekannten Verunreinigungen in Deinen Reagenzien zu haben. Der Nachteil liegt im Preis (Essig etwa 10 € und Formalin etwa 23 €) und in der Schwierigkeit mit dem gewillten Apotheker. Viel Glück! ;D
So, nun noch ein wenig Pflanzenanatomie (auch da findest Du auf unserer Webseite einen schönen Grundlagenartikel zu Sprossanatomie in der Bibliothek unter Botanik und jede Menge Buchempfehlungen unter Literatur. Die direkten Links spar' ich mir mal, Du wirst eh die ganze Seite lesen wollen ;D).
Die Gattung Rumex aus der Familie der Knöterichgewächse (Polygonaceae) gehört zu den Eudikotyledonen und hat somit offen kollaterale Leitbündel. Das gilt so absolut aber nur für den Spross. Bei den Blattstielen kann ein Cambium vorhanden sein, muss aber nicht. Die Lage der Leitbündel im Blattstiel ist immer wieder eine Überraschung wert. Die verdrehte Anordnung hier also nicht verwunderlich. Leider ist das entsprechende Bild ein wenig klein, ich vermag nicht zu erkennen, ob die LB in Deinem Blattstiel ein Cambium haben oder nicht.
Wenn Du Dich selbst über Deine Proben schlau machen willst, kann ich Dir die Wikipedia als ersten Anlaufpunkt empfehlen.
Deine Bezeichnungen sind - soweit ich das beurteilen kann - korrekt. Bis auf:
Die von Dir in Bild 4 angesprochenen Artefakte könnten auf Farbschleier aufgrund der etwas großen Schnittdicke zurück zu führen sein. Das ist auf dem Bild aber schlecht zu erkennen.
Bei den Drüsenhaaren (Bild 7 & 8 ) handelt es sich m.E. nicht um ein Sekret. Ich sehe außen die Zellwand und innen Reste des Zellinhalts.
Bild 10 könnte eine Drüsenzelle zeigen, um genaueres zu sagen, müsstest Du näher ran.
Herzliche Grüße und viel Spaß beim Schnippeln!
Jörg
Hallo Jörg,
vielen Dank für Deinen ausführlichen Kommentar.
Ich habe Freihand geschnitten mit Rasierklinge auf einem Küchenbrettchen. Das mit der Möhre, ggf. Mikrotom werde ich mir überlegen. Gefärbt habe ich über 24 h. Nachdem die Färbung anfangs sehr flau war (ich hatte geprimt durch das PDF "Von der Probe zum Präparat" sehr vorsichtig dosiert) bin ich nun großzüger.
Essigessenz müsste ich noch da haben. Formalin 35 % werde ich mal im Baumarkt suchen, kannst Du mir die Abteilung und den üblichen Verwendungszweck nennen ?
Kannst Du mir den Sinn der Säure erläutern? In der Pathologie ist die Anwendung von Säure (HCl) z.B. zur Entkalkung dafür bekannt, die Morphologie (und die Immunogenität für Immunhistochemie, was hier natürlich keine Rolle spielt) deutlich zu alterieren. Oder soll die Säure bei Pflanzen den Zellinhalt zerstören, so dass nur noch das Zellwandgerüst übrig bleibt ? Das würde mir einleuchten.
Hallo Christian,
schade, dass das mit unserem Treffen am 30. März nicht geklappt hat. Bevor Du Unsummen in die Anschaffung der Chemikalien investierst, kann ich Dir vielleicht kleinere Mengen der benötigten Dinge besorgen. Wir müssten uns halt dazu einmal treffen. Es muss ja nicht an einem der offiziellen Termine sein.
Essigessenz kannst Du als Ersatz für Eisessig nehmen, aber Du musst umrechnen, denn die hat nur 25 %. Formalin könntest Du natürlich von mir bekommen. Es ist nicht gut, davon zu viel zu kaufen, denn es hält sich nicht ewig. Im Übrigen kann man Formol bedenkenlos weglassen, wenn es nur um den Gewebeaufbau geht.
Der Sinn der Säure: Alkohol härtet das pflanzliche Gewebe bei der Fixierung - es wird spröde. Essig wirkt antagonistisch - es macht das Gewebe weich. Deshalb kann man mit der Konzentration spielen, je nach Objekt.
Falls Dich der Zellinhalt stört, lass das Formol weg (s.o.)
Angesichts Deines stürmischen Interesses sollten wir uns bald einmal treffen - vieles lässt sich im persönlichen Gespräch besser klären.
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Christian,
da hat Detlef Deine Frage schon beantwortet! Bei ihm bist Du was Botanik und botanische Mikrotechnik angeht in den allerbesten Händen! Seien Einladung solltest Du auf alle Fälle annehmen.
In welcher Abteilung Du im Baumarkt nach Formalin suchen musst, kann ich Dir leider nicht sagen. Da müsstest Du im Laden fragen. Ich selbst habe in Köln einen Apotheker gefunden, der mir alles besorgt, was man als Mikroskopiker so braucht - da kauf' ich ein. :)
Hedinger garantiert die Stabilität seiner Formaldehyd-Lösung bei korrekter Lagerung (dunkel und kühl) für zwei Jahre. In der Regel hast Du davon noch gut eineinhalb Jahre, wenn die Flasche kommt.
Nun, ich gebe auch schon mal was ab und wenn die Zeit abgelaufen ist, hohl' ich mir eine neue Flasche. ;)
Herzliche Grüße
Jörg
Zitat von: Detlef Kramer in April 07, 2012, 12:11:27 NACHMITTAGS
Der Sinn der Säure: Alkohol härtet das pflanzliche Gewebe bei der Fixierung - es wird spröde. Essig wirkt antagonistisch - es macht das Gewebe weich. Deshalb kann man mit der Konzentration spielen, je nach Objekt.
Die Präparate waren teilweise etwas störrisch beim Eindecken, das lag dann vielleicht daran und nicht nur an der Schnittdicke.
Zitat
Angesichts Deines stürmischen Interesses sollten wir uns bald einmal treffen - vieles lässt sich im persönlichen Gespräch besser klären.
Im Moment habe ich Urlaub, da bleibt Zeit und Energie, sich den ganzen Tag Gedanken zu machen ;D , im Alltag werde ich leider stark von der Arbeit absorbiert, da bleibt nur das Wochenende.
Ich werde gerne auf das Angebot zurück kommen.
Hallo Christian,
ich kann mich Jörg's Kommentar nur anschließen. Für einen Handschnitt ist Dein Schnitt ein richtig gutes Ergebnis und wenn ich so freihand schneiden könnte wie Du es hier zeigst, würde ich es nur noch machen.
Dein Schnitt wäre sicher auch als passabler Mikrotomschnitt durchgegangen, wenn nicht die Überfärbung wäre.
Die Etzold grün-Färbung ist eigentlich wie alle Etzold-Varianten recht unkritisch in der Anwendung, wenn man die Schnitte nur 5 Minuten färbt, wobei hierbei etwas Wärme während der Färbung vorteilhaft ist.
Wenn Du von einem Schnitt gleich Aufnahmen als Wasserpräparat machen willst, solltest Du die Färbung in salzsaurem Alkohol differenzieren.
Bei der Weiterverarbeitung zu in Euparal eingeschlossenen Dauerpräparaten ist eine besondere Differenzierung nicht erforderlich, da sich beim sorgfältigen Entwässeren in 100% Isopropylalkohol die erforderliche Farbwirkung einstellt. Übrigens gilt das nur für krautiges Pflanzenmaterial. Für jede andere Pflanzenprobe sollte das soeben Beschriebene durch Vorversuche verifiziert und dann eine notwendige Präparation darauf eingestellt werden.
Zur 24-Stunden-Färbung: Ich denke das Etzold ist nicht hinreichend verdünnt. Die Färbung ist im Ergebnis am besten, wenn die Farblösung gerade so viel mit Wasser verdünnt wird bis vor einem weißen Hintergrund keine Eigenfärbung der Farblösung mehr zu sehen ist. Andererseits ist bei Deinen Schnitten das Alcianblau recht zart aufgezogen, das stimmt also. Es ist das überfärbende Fuchsin was hier zu Diskussionen Anlass gibt.
Eine Frage zu Deinem Etzold grün. Ich meine es ist in zwei Konfektionen im Vertrieb. Einmal als Fertiglösung und dann in zwei Komponenten als Rot- und Grünkomponente. Welche Komponente setzt Du ein, bei letzterer kannst Du ja noch das Färbeergebnis über verschiedene Anteile steuern.
Zum Schluss noch ein paar Anmerkungen zu den Aufnahmen. Wenn Du nicht mit Okularadaption fotografierst, d.h. die Kamera ohne Fotoobjektiv adaptierst, dann solltest Du nur mit Zeitautomatik oder was für qualitativere Bilder besser ist, manuell (Wahlrad auf Stellung ,,M") belichten.
Ich persönlich wähle die Zeitautomatik nur für eine erste Testaufnahme um eine Idee für die Belichtungszeit zu bekommen. Die brauchbaren Aufnahmen werden dann mit manueller Einstellung vorgenommen. Die richtige Belichtung kann mit dem Histogramm beurteilt werden, bei Canon und gefärbten Präparaten leicht überbelichten, bei jedem Objektiv- und/oder Lichtführungswechsel einen manuellen Weißabgleich machen und Du bist perfekt aufgestellt.
Gut ist, das Du von Deinem Schnitt Übersichtsbilder zeigst, was ja auch zwischenzeitlich zum Standard für jeden Beitrag mit Mikroaufnahmen geworden ist, bzw. sein sollte.
Wenn aus Einzelbildern ein Gesamtbild zusammengestellt werden soll, unbedingt die Einzelaufnahmen mit feststehender Belichtungszeit und gleichbleibendem (manuellem) Weißabgleich fotografieren. Ansonsten handelst Du Dir nur unnötige Helligkeits- und Farbgradienten ein, was ja nicht unbedingt sein muss.
Darüber hinaus solltest Du sicherheitshalber die homogene Ausleuchtung Deines Stativs überprüfen. Das geht gut, wenn Du eine Leeraufnahme (strukturfreie Stelle eines Präparates aufnehmen) machst und die dann mit der Densitometerfunktion eines Grafikprogramms (z.B. Digital Photo Professional) ausmisst.
Ansonsten kann ich nur Wünschen, das Du im Forum aktiv bleibst, denn von Dir sind sicherlich weitere interessante Beiträge zu erwarten.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Hallo Rolf-Dieter,
Etzold habe ich als Fertiglösung. Wenn ich die Präparate mit den farbenfrohen Bildern hier im Forum vergleiche, dann finde ich meine teilweise fast schon zu blass. Obige sind nachbearbeitet, da täuscht der Eindruck vielleicht.
Die Fotoeinstellung habe ich noch optimiert (M-Modus, Devignettierung, manueller Weißabgleich). Zum Nachbearbeiten habe ich mir GIMP runtergeladen, muss mich da allerdings erst einarbeiten für optimale Ergebnisse.
Nachfolgend Bilder eines Wurzelsprosses einer auskeimenden Kartoffel (Solanum tuberosum).
1) Übersicht. Den Hintergrund habe ich hier komplett ausgetauscht, dem sind leider die Wurzelhaare zum Opfer gefallen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89833_44949521.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Solanum_tuberosum,_tiller,_Etzold_green_1.jpg#.7B.7Bint:filedesc.7D.7D
2) Seitenwurzelbildung:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89833_30991049.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Solanum_tuberosum,_tiller,_Etzold_green_2.jpg
3) Rhizoderm mit Wurzelhaaren:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89833_62673458.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Solanum_tuberosum,_tiller,_Etzold_green_3.jpg
4) Kambium und angrenzendes Gewebe:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89833_19474958.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Solanum_tuberosum,_tiller,_Etzold_green_4.jpg
Hallo Christian,
irgendwie hatte ich schon bei Deinen ersten Bildern dieses Beitrages Zweifel, ob Du tatsächlich Etzold grün genommen hast. Allein die zarte Blaufärbung lässt auf Alcianblau schließen, bei der Rotfärbung würde ich aber mehr an Safranin denken. Ich muss mal gelegentlich mein Etzold grün an Schnitten von krautigen Pflanzen prüfen, das wird aber aus Zeitmangel noch dauern. Insofern kann ich Dir vorerst keine weiteren Tipps für "farbenfrohe Bilder" geben.
Mit Deinen Schnitten zeigst Du interessante Objekte. Diese Färbung könntest Du noch etwas verbessern wenn Du die sie in 70% Ethanol oder besser noch in salzsaurem Alkohol (100 ml 70%iges Ethanol + 0,5 ml HCl) differenzierst.
Zitat von: 42 in April 08, 2012, 12:43:43 NACHMITTAGS
...
Den Hintergrund habe ich hier komplett ausgetauscht, dem sind leider die Wurzelhaare zum Opfer gefallen.
...
Ja das macht man gerne, wenn Mikroskop, Adaption und Kamera noch nicht ordentlich aufeinander abgestimmt sind. Da müßtest Du noch einmal die Eignung jeder einzelnen Komponente prüfen und ggf. mit Verbesserungen nachsteuern.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Lieber Christian,
ZitatInsofern kann ich Dir vorerst keine weiteren Tipps für "farbenfrohe Bilder" geben.
Kann er schon, der Rolf-Dieter, und hat er auch: W3Asim II (http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanische_mikrotechnik/index.html#a754) ;)
Wenn Du Probleme hast, die notwendigen Substanzen in der freien Wildbahn zu beschaffen und auch Klaus Dir nicht helfen kann, melde Dich gerne hier noch einmal.
Du könntest natürlich auch erst einmal versuchen, die Ergebnisse Deiner Etzold-Färbungen zu optimieren, bevor Du eine andere Färbung angehst. Das Maß aller Dinger in Sachen Etzold ist Bernard aus dem französischen Forum "Le Naturaliste (http://www.lenaturaliste.net/portail/index.php)". Einige Beispiele findest Du hier (http://www.lenaturaliste.net/forum/viewforum.php?f=94).
Herzliche Grüße
Jörg
Die Beschaffung von Formaldehyd ist ohne große Probleme möglich. Suche einfach mal bei Google nach dem Stichwort ,formaldehyd koi 30%'. Da findest Du eine Menge Angebote. Ein wenig die Dosierung umrechnen und schon passt das.
Gruß
Heinz
Im Folgenden Bilder der zentralen Blattrippe des allseits bekannten Löwenzahns (Taraxacum officinale). Die zentrale Hohlraumbildung ist nicht zellulär abgegrenzt, sondern scheint sekundär "rhexigen" entstanden zu sein.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89937_59785220.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taraxacum_officinale,_central_leaf_vein,_Etzold_green_1.JPG
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89937_35274942.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taraxacum_officinale,_central_leaf_vein,_Etzold_green_2.JPG
Zitat von: Rundholzmacher in April 09, 2012, 12:31:45 NACHMITTAGS
Die Beschaffung von Formaldehyd ist ohne große Probleme möglich.
z.B. "südlich der Bergstraße" im Kölle-Zoo in Ludwigshafen in der KOI-Abteilung....
Grüße Martin
Blatt einer Tradescantie (Dreimasterblume) (http://de.wikipedia.org/wiki/Dreimasterblumen) quer. Der Blattaufbau sollte hygromorph sein.
Blattspreite:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89990_31525017.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Tradescantia,_leaf,_Etzold_green_2.JPG
Zentrale Blattrippe. Hier ist das Gewebe offensichtlich durch die mehrschichtige, kompakt gebaute (kleinere Zellen) und gering lignifizierte untere Epidermis verstärkt, um mechanischen Belastungen von oben (Regen) besser Stand zu halten und ein Abknicken zu verhindern. Verbessert mich wenn ich falsch liege.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89990_17457300.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Tradescantia,_leaf,_Etzold_green_1.JPG#.7B.7Bint:filedesc.7D.7D
Stoma:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/89990_44660669.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Tradescantia,_leaf,_Etzold_green_3.JPG
Fortsetzung Tradescantia:
Ein Querschnitt des Sprosses offenbart den für Monokotyle (Einkeimblättrige) typischen Aufbau mit unregelmäßig angeordneten Leitbündeln im Zentralzylinder. Nach außen folgt ein zirkulärer Sklerenchymring mit weiteren Leitbündeln. Das Abschlußgewebe bildet die Epidermis.
Weitere Merkmale monokotyler Pflanzen sind (lt. Wikipedia):
- Keine Hauptwurzel (homorhizes Wurzelsystem).
- Meist unverzweigte Stengel.
- Meist kein Blattstiel.
- Kein sekundäres Dickenwachstum im klassischen Sinne.
- Meist parallel verlaufende Blattadern.
- Meist keine Aufteilung des Blattes (zusammengesetztes Blatt).
- Oft ist die Blütenhülle nicht in Kelch (Kalyx) und Krone (Corolla) unterteilt (Perigon).
- Die Blüte ist meist dreizählig.
Wer Tradescantien als Zimmerpflanzen hat, kann das jetzt im Einzelnen gerne nachprüfen. :)
Prototypen sind z.B.: Süßgräser (Getreide), Palmen, Orchideen, Lauchgewächse.
Ich hoffe, dass ich mit diesen Hintergrundinfos niemanden langweile. ;)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90011_19148126.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Tradescantia,_stalk,_Etzold_green_4.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90011_46875688.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Tradescantia,_stalk,_Etzold_green_5.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90011_42855027.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Tradescantia,_stalk,_Etzold_green_6.jpg
Hallo Christian,
Zitatdie zirkuläre sklerenchymatische Hypodermis mit weiteren Leitbündeln.
. Das ist nicht die Hypodermis, sondern der Sklerenchymring, in dem Leitbündel (geschlossen kollateral) eingebettet sind. Die Hypodermis ist, wenn überhaupt, die Zellschicht unmittelbar unter der Epidermis.
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Christian,
eine Anmerkung sei mir noch erlaubt: das Perizykel oder Pericambium ist die äußerste Zellschicht des Zentralzylinders einer Wurzel und wie der Name Pericambium schon andeutet, ein Wachstums- oder Bildungsgewebe teilungsaktiver Zellen (Meristem). Es liegt direkt unter der Endodermis. Ein beispiel findest Du in meinem aktuellen Beitrag zur Efeutute (http://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=12102.msg89986#msg89986).
Im Spross heißt es - so vorhanden - einfach Cambium.
An der Qualität Deiner letzten Schnitte, Färbungen und Bilder finde ich nichts mehr auszusetzen.
Herzliche Grüße
Jörg
Lieber Jörg,
tut mir leid, dass ich Dich kroorigieren muss:
ZitatEs liegt direkt unter der Epidermis
: Es muss natürlich
Endodermis heißen. Es handelt sich zweifelsfrei um ein Bildungsgewebe aber nicht zur Bildung von Leitgeweben, sondern der Bildung der (endogenen) Seitenwurzelbildung. Das Kambium entsteht, wie nicht anders zu erwarten, auch in der Wurzel zwischen Xylem und Phloem. Da in der Wurzel Xylem und Phloem nicht kollateral, sondern nebeneinander angeordnet sind, ist das ein interessant geschwungenes Gebilde.
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Detlef,
... uups! Du hast natürlich recht. Danke für den Hinweis! Ich korrigieres es gleich oben. Und leid tun muss Dir das nicht - eher mir meine Schusseligkeit. ;)
Gerade habe ich noch mal meine Luftwurzel (Efeutute) angeschaut. Ich finde es schon sehr schwer, dort das Perizykel zu identifizieren, aber ein Cambium zwischen Xylem und Phloem kann ich nicht ausmachen. Kannst Du an den Zellen zwischen den Leitgeweben Anhaltspunkte erkennen? Zugegeben, das Präparat ist recht dick und im Bereich des Zentralzylinders auch etwas deformiert.
Herzliche Grüße
Jörg
Lieber Jörg,
dass das eine Schusseligkeit war, ist doch klar.
Aber, Deine Tute, ein Aronstabgewächs, ist eine Monocotyle. Da wirst Du nirgendwo, auch nicht in der Wurzel, ein Kambium finden. Aber, den Perizykel hast Du doch richtig beschriftet!? Seitenwurzeln bilden auch Monocotyle, allerdings in geringem Umfang, da sie ja kein sekundäres Dickenwachstum haben und deshalb die Transportaktivität nur in geringem Umfang durch Umwandlung von Parenchymzellen in Tracheen bzw Siebröhren erhöhen können.
Nochmals herzliche grüße
Detlef
Lieber Detlef,
vielen Dank für die Aufklärung! Ich habe mir schon die Augen gerieben, weil ich nichts gesehen habe!
Ja, den konnte ich under der Endodermis auch gerade so ausmachen - bei geringerer Vergrößerung durch recht subtile Farb- und Größenunterschiede und weil er laut Literatur da sein sollte. :)
Herzliche Grüße
Jörg
Vielen Dank für die Hinweise, ich habe es korrigiert.
Nun was aus dem Obstkorb, die Banane (Musa × paradisiaca), eine monokotyle Pflanze. Die Schnitte stammen aus dem Fruchtstiel und der Schale. Gibt es hier etwas spannendes zu sehen?
Zuerst mal ein Übersichtsfoto vom Stiel, nicht schön, aber dafür auch ohne Übersichtsobjektiv/Scanner zu machen, indem man den Schnitt einfach unten auf die Lampe legt und den Kondensor entsprechend in der Höhe einstellt (gestackt und gestitcht). Der Querschnitt hat 5 Seiten und sieht aus wie ein einseitig ausgebuchtetes Quadrat. Es lässt sich eine periphere und eine zentrale Zone (Zentralzylinder?) unterscheiden. Darin eingestreut die Leitbündel, wo man sich fragt, ob hinter der Anordnung eine tiefere Logik steckt (Spirale ?).
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_31490234.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_1.jpg
Auffällig ist das reichlich vorhandene Sklerenchym, vor allem in den zentralen Anteilen des Stiels, vielleicht sind (vor allem frische) Bananen deswegen manchmal etwas widerspenstig beim Öffnen. :D
Peripher:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_16031217.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_5.jpg
Zentral:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_53300124.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_3.jpg
Bananenschale:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_37821471.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_2.jpg
Die Leitbündel sind geschlossen kollateral (kein Kambium):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_7176449.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_4.jpg
Auffällig sind weiterhin die zahlreich vergrößerte und rot eingefärbten Zellen. Die Anordnung wirkt hier nicht ganz zufällig und immer wieder lassen sich darin Globuli/Vakuolen abgrenzen. Handelt es sich hierbei um Sekrete? Hier eine vergrößerte Ansicht:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_25798963.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_6.jpg
Weiterhin habe ich diese Objekte (Zellen?) gefunden, die ich noch nicht zuordnen konnte:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_51124560.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_9.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_15732183.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_7.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90176_41039729.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Musa_%C3%97_paradisiaca,_fruit_stalk_and_fruit_skin,_Etzold_green_8.jpg
Ergo: Auch in den eigenen 4 Wänden gibt es immer wieder spannende Dinge zu entdecken. 8)
Hallo Christian,
nur, weil Du ausdrücklich um Anrgeungen, Kritik etc. gebeten hast. Vorweg: Mir gefallen Deine Fotos wirklich sehr gut, auch fototechnisch. Gerade deshlab finde ich es aber schade, dass sie ein kleines Manko aufweisen, das recht leicht zu beseitigen wäre, nämlich ein relativ starkes Rauschen.
Ich habe einfach nur einmal "NeatImage" über eines Deiner Fotos laufen lassen (ich persönlich hätte anschließend vielleicht auch noch leicht scharfgezeichnet, was ich aber in diesem Beispiel nicht gemacht habe).
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/90193_11404313.jpg)
Herzliche Grüße
Peter
Zitat von: Peter V. in April 12, 2012, 08:41:47 VORMITTAG
Hallo Christian,
nur, weil Du ausdrücklich um Anrgeungen, Kritik etc. gebeten hast. Vorweg: Mir gefallen Deine Fotos wirklich sehr gut, auch fototechnisch. Gerade deshlab finde ich es aber schade, dass sie ein kleines Manko aufweisen, das recht leicht zu beseitigen wäre, nämlich ein relativ starkes Rauschen.
Ich habe einfach nur einmal "NeatImage" über eines Deiner Fotos laufen lassen (ich persönlich hätte anschließend vielleicht auch noch leicht scharfgezeichnet, was ich aber in diesem Beispiel nicht gemacht habe).
Hallo Peter, das ist doch mal ein Supertip! Zum Schärfen: Ich bearbeite die Bilder hauptsächlich mit Picasa. Wenn ich da die Funktion scharf stellen benutze, werden die Bilder körnig, was zumindest dann stört, wenn man die die Bilder in Originalgröße darstellt. Aber vielleicht liegt es ja an diesem Hintergrundrauschen. Ich werde das gleich Testen.
PS: GIMP habe ich mir auch runtergeladen, aber damit komme ich nicht klar. Dafür muss man wohl einen Kurs besuchen.
Hallo,
leider ist es so, dass Schärfen das bereits bestehende Rauschen deutlich mit verstärkt.
Ob Gimp eine Entrauschungsfunktion hat, weiß ich nicht, seltsamerweise ist diese im Funktionsumfang der Bildbearbeitungsprogramme meist nicht enthalten.
Ich empfehle die Verwendung von Photoshop Elements 2.0 (für unter 10 EUR regelhaft bei Ebay erhältlich) und die Zusatzinvestition von Neat Image für leider doch 39 Dollar. Damit hat man aber auch alle für den Mikroskopiker notwendigen Bildbearbeitungsprogramme beisammen.
Möglicherweise gibt es auch noch weitere Entrauschungs-Freeware, das weiß ich nicht so genau.
Herzliche Grüße
Peter
Ich habe die Bilder von der Banane mal ensprechend nachbearbeitet (ggf. Seite neuladen, F5).
Hallo Christian,
das sieht doch schon deutlich besser aus!!!
Was hast Du gemacht?
Hezrliche Grüße
Peter
Neat Image benutzt (Entrauschen und Schärfen) und neu abgespeichert
Hallo Christian,
Zitat von: 42 in April 12, 2012, 14:16:38 NACHMITTAGS
Neat Image benutzt (Entrauschen und Schärfen) und neu abgespeichert
A.....ha!!! ;)
Ist auch ein wirklich gutes Programm bzw. Plugin. Hast Du mit der Testversion gearbeitet oder es gleich gekauft (oder hattest Du es gar schon?).
Bin erstaunt, daß ein Vorschlag so propmpt in die Tat umgesetzt wurde - kennt man sonst gar nicht.... :D
Herzliche Grüße
Peter
Ich habe mir die Testversion runtergeladen. Mit der Mikrofotografie/Bildbearbeitung ist es ja wirklich ein Kreuz... :D
Als nächstes ein nadeliges Gewächs, das ich auch erst histologisch identifizieren konnte. Es müsste sich um das Blatt/Nadel einer Eibe (Taxus) handeln. Vgl. https://de.wikipedia.org/wiki/Eibe
Der Aufbau erinnert mich eher an ein (dorsiventrales) Laubblatt als an eine Koniferennadel. Es gibt keine Harzkanäle, oben sieht man Pallisaden- und unten Schwammparenchym. Die Epidermis ist von einer dicken Kutikula überzogen, oben glatt, unten buckelig. Im zentralen Leitbündel kann ich gut das Sklerenchym abgrenzen, aber Xylem, Kambium und Phloem kann ich nicht unterscheiden. Ich sehe hier nur parallel angeordnete gleichförmige kastenförmige Zellen, die zur Blattunterseite hin vielleicht etwas breiter werden.
(Die Fotos sind von versch. Anschnitten.)
Übersicht Nadel im Querschnitt:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90254_4907312.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taxus,_leaf,_Etzold_green_1.jpg
Das Parenchym:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90254_66982093.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taxus,_leaf,_Etzold_green_2.jpg
Die Epidermis mit Kutikula, darunter das Pallisadenparenchym:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90254_61911272.jpg)
Das Leitbündel:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90254_55334219.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taxus,_leaf,_Etzold_green_2.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90254_54110503.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taxus,_leaf,_Etzold_green_5.jpg
Stomakomplex:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90254_3938132.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taxus,_leaf,_Etzold_green_6.jpg
Nachtrag: Hier noch ein Link zu der hervorragenden Dokumentation von Fahrenheit:
https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=8638.msg60698#msg60698
So, als nächstes ein paar Bilder von Cyperus alternifolius (,,Zyperngras"). Vgl. http://de.wikipedia.org/wiki/Cyperus_alternifolius
Aerenchym habe ich leider nicht gefunden, da muss ich mir nun wohl doch die Binsen suchen gehen (oder eine Ananas kaufen) :D Dafür wartete dass Zyperngras aber immerhin mit einiger Ästhetik auf. Leider ist das, was der Foto abbildet nicht halb so schön, wie das, was ich selbst im Okular sehe und es ist eine Heidenarbeit, halbwegs ansehnliche Bilder zu zaubern. Wie unschwer zu erkennen ist, habe ich auch noch keine Lösung gefunden, wie sich die inhomogene Beleuchtung vermeiden oder wegbearbeiten lässt. Ich bin für jeden Tip dankbar! Photoshop werde ich mir dann auch demnächst mal in einer älteren Version zulegen, anscheinend arbeiten hier ja einige damit.
Also nun zur Pflanze:
Der Stengel ist angedeutet dreieckig. Wie unschwer zu erkennen ist entspricht die diffuse Verteilung der Leitbündel einer monokotylen Pflanze:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_27245716.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_11.jpg
Das fixierte, aber ungefärbte und nur mit Wasser eingedeckte Präparat hat auch ohne Farbe seinen Reiz. Hier die Randzone:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_43332560.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_uncolored_1.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_31804504.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_uncolored_2.jpg
Die Randzone in Farbe:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_28916262.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_3.jpg
und hier die zentralen Anteile:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_44716058.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_4.jpg
Bei den Gefäßen im Xylem frage ich mich immer, ob es sich dabei nun um Tracheen oder um Tracheiden handelt. Von der Größe tendiere ich eher zu Tracheen, aber vielfach sieht man offensichtlich quer angeschnittene spitzwinklinge Trennwände (dadurch sehen die Leitbündel aus wie mit einem Auge blinzelnde Gesichter), also muss es sich um Tracheiden handeln.
Auffällig finde ich weiterhin, dass die Zellen um die Bündelscheiden kleiner, abgerundeter, rötlicher und radiär ausgerichtet erscheinen (mit breiten Interzellularen?) im Gegensatz zu den übrigen Zellen, die größer, polygonal und eher grün-blau gefärbt sind sowie mutmaßliche Kontaktstellen (Tüpfel?) aufweisen.
Hier nochmal in stärkerer Vergrößerung:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_21419070.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_5.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_5766659.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_9.jpg
Hier die geschlossen kollateralen Leitbündel. Gut zu erkennen im Phloem die regelmäßige Anordnung von Siebzellen und Geleitzellen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_35106433.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_7.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_30077626.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_8.jpg
Die Hypodermis weist in regelmäßiger Abfolge dreieckige Sklerenchymanteile auf. Stellenweise sind die darüber liegenden Epidermiszellen verdickt (Sklereide ?). Die übrige Hypodermis nimmt offensichtlich an der Photosynthese teil (Stengel außen grün, innen hell und faserig!). Daneben finden sich zahlreiche dunkelrote Zellen mit fraglichen Speicherstoffen/Sekreten. Außerdem natürlich Stomata.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_25223126.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_6.jpg
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90354_27515239.jpg)
http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Cyperus_alternifolius,_stalk,_Etzold_green_10.jpg
Noch mal zum Löwenzahn (http://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=12063.msg89937#msg89937) :
- Anmerkung: Statt Sklerenchym (rot) findet sich hier Kollenchym (grün) über dem Phloem !
- Frage: Lässt sich an diesem Bild bestimmen, ob die parallel angeordneten roten Gefäße im Xylem Tracheen oder Tracheiden sind?
Hallo Christian,
Zitat- Frage: Lässt sich an diesem Bild bestimmen, ob die parallel angeordneten roten Gefäße im Xylem Tracheen oder Tracheiden sind?
Es sind Tracheen, auch im Fall der Binse. Bestimmen ließe sich das aber nur an Längsschnitten, denn definitionsgemäß haben Tracheen keine Querwände und das kann man naturgemäß am Querschnitt nicht erkennen. Die schräg gestellten Wände in den Tracheen der Binse sind getüpfelte Wände zwischen benachbarten Gefäßen.
Übrigens: ich würde für jede Pflanzenart ein eigenes Thema beginnen, das wäre übersichtlicher. An Deinen Fotos bemerkt man durchaus Fortschritte!
Herzliche Grüße
Detlef
Hallo Detlef,
das oben ist Zyerngras, Binse kommt demnächst.
<<Übrigens: ich würde für jede Pflanzenart ein eigenes Thema beginnen, das wäre übersichtlicher.
Da hatte ich anfangs auch drüber nachgedacht, wollte dann aber das Forum nicht mit meinen Amateurbeiträgen zuspammen. Aber sinnvoll wäre es vielleicht.
PS: Ich habe hier noch zwei Seiten gefunden, die vielleicht für Botanik-Einsteiger interessant sein könnten. Die erste wirkt zwar etwas lieblos gestaltet, ist länger nicht geupdatet worden und die meisten Links funktionieren nicht, aber ich fand sie recht hilfreich, da sie einen guten Überblick gibt, ohne sich in Details zu verlieren. Die zweite muss ich noch durcharbeiten, aber auf den ersten Blick scheint sie ebenfalls vielversprechend.
http://www.emc.maricopa.edu/faculty/farabee/BIOBK/BioBookTOC.html (Kapitel 20 bis 24, 48 bis 50)
http://www.sbs.utexas.edu/mauseth/weblab/
Hallo Christian,
ohne hudeln zu wollen; Deine Bilder gefallen mir ausgezeichet!
Besonders beiendruckt mich die Schärfe,.. wie mit Tusche gezeichnet. Ich habe in professionellen Büchern schlechtere Bilder gesehen
Wenns genehm ist, würde ich gerne das Eine oder Andere Foto für den Unterricht verwenden.
Gruß
Wolfgang
Zitat von: liftboy in April 15, 2012, 20:43:23 NACHMITTAGS
Wenns genehm ist, würde ich gerne das Eine oder Andere Foto für den Unterricht verwenden.
Selbstverständlich gerne. Ich stelle die Bilder sowieso alle unter eine (fast) freie Lizenz (CC BY-SA 3.0 (http://creativecommons.org/licenses/by-sa/3.0/deed.de)), damit sie auch für Lehrzwecke verwendet werden können (Wikipedia usw.).
Hier eine mir leider unbekannte Pflanze, offensichtlich dikotyl. Die Blattstiele waren nicht paarweise angeordnet, sondern abwechselnd. Ich habe mal meinen "Bildatlas der Farn- und Blütenpflanzen Deutschlands" durchgeblättert, aber auf Anhieb nichts entsprechendes gefunden.
Makro:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90967_14330497.jpg)
Stengel quer: Mark mit Aerenchym (?). Die Leitbündel werden in unregelmäßigen Abständen von Markstrahlen unterbrochen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90967_50679491.jpg)
Stengel längs: Tracheen oben und unten irgendwas mit Tüpfeln? :-
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90967_64593248.jpg)
Blattstiel:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90967_31077505.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/90967_66218166.jpg)
Hallo Christian,
da hättest Du nur ein wenig warten müssen, bis die Pflanze blüht. Es handelt sich um die Knoblauchsrauke Alliaria petiolata.
Detlef
Vielen Dank für die Bestimmung! Die Pflanze kann auch als Gewürzpflanze für rohe Gerichte (z.B. Salat) genutzt werden, das werde ich demnächst villeicht mal ausprobieren. https://de.wikipedia.org/wiki/Knoblauchsrauke
Klar, kann eingesetzt werden wie Bärlauch. Schmeckt leicht nach Knoblauch.
Detlef
Ich habe es ausprobiert, kann man wirklich essen. Irgendwann muss ich mal an einem Wildkräuterseminar teilnehmen, viele Kräuter kann man als Laie ja leider mit Giftpflanzen verwechseln. Bärlauch haben wir zum Glück am Haus wachsen, da sind soweit ich weiß keine Maiglöckchen oder Herbszeitlosen dazwischen.
Also hier nochmal ein Foto von einer Kieferartigen Konifere. Leider nicht so gut geworden, vor allem wird es nicht richtig scharf (oder sollte ich warten bis das Euparal richtig trocken ist?). Problem ist auch, dass sich die Schnitte teilweise stark wellen, sobald sie von der wässrigen Färbelösung in 100% Isopropanol gehen. Sollte ich da noch eine Alkoholreihe zwischenschalten? bearbeitung war wie üblich: Handschnitt, Fotografieren, Stacken, Stitchen, Entrauschen und Schärfen, Kontrast, Helligkeit anpassen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/91420_61916494.jpg)
https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Pinus_sp._Etzold_green..jpg
Siehe auch:
https://de.wikipedia.org/wiki/Kiefern
https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=1417.msg7342;topicseen#msg7342
https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=946.msg4673;topicseen#msg4673
Dracaena marginata, gefärbt mit Wacker3A simultan (vgl. https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=9298.0 ), vielleicht noch etwas zu schwach dosiert und gefärbt über 24 h. Das erste in Wasser, das zweite entwässert und frisch eingedeckt in Euparal (leider dadurch mit zusätzlichen Artefakten):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/92152_2849651.jpg)
https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Dracaena_marginata,_leaf,_Wacker3A_in_water.jpg#.7B.7Bint:filedesc.7D.7D
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/92152_49726848.jpg)
https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Dracaena_marginata,_leaf,_Wacker3A_in_Euparal.jpg#.7B.7Bint:filedesc.7D.7D
Zitat von: 42 in Mai 06, 2012, 20:51:51 NACHMITTAGS
...
vielleicht noch etwas zu schwach dosiert und gefärbt über 24 h. Das erste in Wasser, das zweite entwässert und frisch eingedeckt in Euparal (leider dadurch mit zusätzlichen Artefakten):
...
Hallo Christian,
zu schwach sind die beiden Schnitte auf keinen Fall gefärbt. Im Gegenteil, sie sind durch das Acridinrot und Acriflavin leicht überfärbt. Das Euparalpräparat ist eigentlich schon ganz ordentlich, wird aber in den nächsten Tagen noch besser werden, da das im Harz enthaltene Lösungsmittel noch etwas nachdifferenziert.
Schnitte für Wasserpräparate sollten bei dieser Färbung immer differenziert werden. Schnitt für ca. 15 bis 30 Sekunden in salzsaurem Alkohol (Ansatz: 100 ml 70%iges Ethanol + 0,5 ml Salzsäure) legen und danach gleich in Wasser auswaschen.
Die Schrumpfungen beim Euparalpräparat lassen sich nur mit Fixierung vermeiden. Hierfür gibt es zwei Möglichkeiten:
1. Schnittfixierung
Die Probe wird frisch geschnitten, Schnitte sofort für mindestens 15 Minuten in AFE(50) fixieren und dann über 50% Ethanol, 30% Ethanol in Wasser auswaschen.
Die Fixierdauer ist unkritisch und kann auch zum Teil auf Stunden verlängert werden.
2. Objekt- oder Stückfixierung
Die Probe in ca. 5 bis 10 mm lange Stücke ablängen und sofort für mindestens 24 Stunden in AFE(70) fixieren. Die Fixierlösung in 70% Ethanol auswaschen und dann kann geschnitten werden.
Fixierlösung, Ansatz für 100 ml:
AFE(50) = 90 ml 50%iges Ethanol + 5 ml Essigsäure + 5 ml Formalin,
AFE(70) = 90 ml 70%iges Ethanol + 5 ml Essigsäure + 5 ml Formalin.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Hallo Rolf-Dieter,
die Schnitte wurden vor der Färbung fixiert (AFE) und über Alkoholreihe entwässert, dann gefärbt. Danach hatte ich ein Präparat mit Wasser eingedeckt, danach allesamt über Isopropanol 100 % (unverdünnt) entwässert und eingedeckt. Meiner Beobachtung nach schrumpfen die Präparate und werden wellig sobald sie von der Färbelösung ins Isopropanol kommen.
Diesmal nur ein Makrofoto. Die Pflanze habe ich aus einem Steckling gezogen und sie lebt schon ein paar Jahre bei mir und war bisher sehr genügsam. Die sägezahnartigen Blätter fand ich sehr attraktiv. Nun blüht sie zum ersten Mal ind ich finde die Blüte sieht fantastisch aus, außerdem riecht sie betörend. Vielleicht kennt sie jemand?
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/93390_15314262.jpg)
https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Selenicereus_anthonyanus_in_bloom.jpg
Ich liebe meine grünen Mitbewohner, leider ist schon jeder freie Platz in der Wohnung ausgeschöpft. ;D
EDIT: Selenicereus anthonyanus (https://de.wikipedia.org/wiki/Selenicereus_anthonyanus) heißt die Gute! 8)
EDIT 2: Nur 1 Tag später und schon verblüht! :'(
Meine Klivie blüht gerade zum ersten Mal und ich habe mal etwas Pollen auf dem Objektträger mit Wasser eingedeckt. Einige Stunden später kommen wie man hier sieht die Keimschläuche zum Vorschein. https://de.wikipedia.org/wiki/Clivia_miniata In Natura sieht man auch sehr schön die Zytoplasmaströmung.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/97460_43718879.jpg)
(Leider etwas verpixelt)