Hallo zusammen,
ich möchte mal einen ersten Versuch für einen kleineren Ciliaten starten.
Er stammt aus einer schon Monate alten Kultur von einem Feuchtwiesengraben mit etwas Moos.
Etwa einmal im Monat habe ich sie mit ein paar Krümel getrockneter Rübenschnitzel gefüttert, sodass eine polysaprobe Kahmhaut entstanden ist, in der sich u. a. viele Chilodonella, Trithigmostoma und Flagellaten aufhalten.
Diese Oberflächenhaut nehme ich von Zeit zu Zeit mit dem Deckglas ab.
Gestern fand ich am Rand eines Bakterienflockens zwei für mich neuartige Ciliaten, nach Abgleich mit Foissner Bd 3, S. 271ff wahrscheinlich Pseudocohnilembus pusillus.
Die beiden Ciliaten befanden sich in einer Art Tasche relativ ortsfest und drehten sich nur langsam um ihre Längsachse. So konnte ich sie mit dem 100x Panachro fl im DIK des Jenaval Kontrast relativ gut beobachten.
Die Größe betrug ca. 25-28 µm, die Form war nach vorne zugespitzt (Frontalplatte nicht erkennbar), hinten abgerundet. Es waren sehr flexible, lange Cilien festzustellen. Besonders auffällig erschien der große Oralapparat, der sich über etwa 2/3 der Körperlänge hinzog (länger als bei Foissner), mit einer deutlichen, undulierenden Membran. Die zwei Kanten zeigen möglicherweise die von Foissner beschriebene Doppelmembran an. Die Exemplare waren ziemlich vollgefressen, der Makronucleus saß mittig und die kontraktile Vakuole terminal. Eine lange Caudalcilie scheint für diese Art typisch zu sein.
Die drei Bilder habe ich an meiner Nikon Z7 mit 1/64 Leistung geblitzt und nach Bearbeitung nochmal zugeschnitten.
Mit der Bildqualität bin ich an meinem Jenaval (noch) nicht ganz zufrieden. Irgendwie wirken die Fotos im Unterschied zum Okularanblick etwas unscharf und flau, trotz Blitz und stark reduziertem Pilotlicht. Dadurch ist man schnell geneigt, die Bilder in Kontrastierung und Schärfung zu übersteuern.
Abkürzungen:
Cc Caudalcilie
cV kontraktile Vakuole
Nv Nahrungsvakuole
Ma Makronucleus
uM undulierende Membran
(https://i.postimg.cc/3JpBx1nR/Calyptotricha-01-lanuginosa-R-hrentier-Oralapparat-Doppelmenbran-DIK-100-FOISS-3-288.jpg) (https://postimg.cc/vcY9PrRF)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures012/320740_36849274.jpg) (https://abload.de/image.php?img=pseudocohnilembuspuls6ckwl.jpg)
(https://i.postimg.cc/htdB2kDr/Calyptotricha-03-lanuginosa-R-hrentier-Schwanzwimper-Caudalcilium-DIK-100.jpg) (https://postimg.cc/HrdRxP7c)
Kritik und Anregungen, sowohl was die Bestimmung als auch die Bilderstellung anbelangt, sind sehr erwünscht.
Viele Grüße KlausZ
PS Ich habe die Bildbeschriftung nochmal geändert, weil sie sehr klein war.
Ich habe den Betreff nun mit der zutreffenden Artbezeichnung geändert (28. Feb)
Liebe Mikrofreunde,
Bevor mein kleiner Beitrag auf der zweiten Seite in der Versenkung verschwindet, möchte ich doch noch meiner Verwunderung Ausdruck verleihen, dass es bislang keine einzige Reaktion darauf gab.
Schon etwas seltsam.
Der Ciliat wird meines Wissens zum ersten Mal im Forum gezeigt.
Ausserdem bin ich mir bei der Bestimmung nicht ganz sicher. Das Mundfeld ist deutlich größer als bei Foissner beschrieben.
Es irritiert ein wenig, wenn im Nachbarforum gerade ellenlange Diskussionen um die Reparatur eines alten Lomo Biolam geführt werden, für Beobachtungen aber das Interesse offensichtlich sehr überschaubar ist.
Ich finde es ja prima, wenn EinsteigerInnen bei einer Neuanschaffung mit einer Menge an Vorschlägen bedient werden. Auch gut, wenn manchmal grottenschlechte Bilder, bei denen man sich fragt, was eigentlich gezeigt werden soll, viele "Kaffeesatz-Leser" auf den Plan rufen.
Als Wiedereinsteiger mit begrenzten Vorerfahrungen würde ich mir schon ein wenig mehr Beteiligung wünschen, denn ich denke, es gibt hier doch einige fachkompetente Mikroskopiker, von denen ich etwas lernen könnte.
Viele Grüße
KlausZ
Hallo Klaus,
tut mir leid, wenn Du mit der Response des Forums auf Deinen Beitrag unzufrieden bis. Aber ich behaupte mal, dass es nur wenige Forumsmitglieder gibt, die Dir in diesem Fall weiterhelfen können.
Der gezeigte Ciliat ist nicht Pseudocohnilembus pusillus, sondern Calyptotricha lanuginosa. Zum einen ist die UM für Pseudocohnilembus zu lang. Aber das wichtigste Kriterium ist das Gehäuse, in welchem sich die beiden Exemplare (nach einer Teilung) befinden. Diese Art von Gehäuse baut nur Calyptotricha. In der Mitte des Bildes sind zudem zwei Cilien zu sehen, bei denen es sich um die Apikalcilien (AC) des rechten Exemplares handeln könnte. Ich habe mir erlaubt, eines Deiner Bilder zu beschriften:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures012/320948_36849274.jpg) (https://postimages.org/)
Calyptotricha lanuginosa findest Du auch in einem früheren Beitrag von mir:
https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=24717.0 (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=24717.0)
Generell kann ich Dir empfehlen, vorerst einfachere, größere Objekte zu wählen. Die Zuordnung von kleinen Ciliaten < 50 µm kann schwierig sein.
Martin
Hallo Martin,
Genau das habe ich mir gewünscht.
Ich finde es einfach bereichernd, dass es im Forum einen solchen Protozoen-Spezialisten wie dich gibt.
Mir ist das Merkmal des zu langen Mundfeldes auch schon aufgefallen.
Das Gehäuse habe ich zwar bemerkt, hielt es aber für eine Art Bakterientasche.
Ich hatte mich schon mit Stephan per Mail ausgetauscht, der eine Lembus-Art (nach Kahl) vermutete. Mein Exemplare waren aber viel zu klein.
Es ist jetzt nicht so, dass ich auf der Jagd nach besonders kleinen, schwierigen Protozoen bin. Ich bin gerade dabei mit dem 100x Objektiv am Jenaval Kontrast Fotoerfahrungen zu machen und da sind mir zufällig diese beiden Exemplare unter die Augen gekommen. Ausserdem waren sie sehr fotofreundlich, weil sie mehr oder weniger ortsfest blieben.
Ich bin ja schon zufrieden, dass die Bildqualität für dich offensichtlich ausgereicht hat, um die Art zu bestimmen.
Also Martin, herzlichen Dank für deinen aufschlussreichen Beitrag.
Ich hoffe, dass ich bei Gelegenheit dein Fachwissen wieder mal "anzapfen" darf.
Liebe Grüsse
KlausZ
Hallo Martin,
ich habe nochmal deinen tollen Beitrag über Calyptotrycha nachgelesen.
Bei dir schauen die Gehäuse so regelmäßig aus. War bei meinen Exemplaren das Gehäuse schon etwas ramponiert?
Ich nehme an, dass der zweite Ciliat nach der Teilung das Gehäuse bald verlässt und ein eigenes baut.
Deine Bilder habe eine unglaubliche Klarheit und Auflösung.
So sind z. B. in der undulierenden Membran zum Teil die (verklebten) Einzelcilien zu sehen.
Die Aufnahmen stammen auch noch aus der Zeit mit deinem normalen Olympus-DIK.
Wie lässt sich die Bildqualität deines Erachtens bei mir noch verbessern?
Liegt es vorwiegend an der Präparataufbereitung? Klar, so dünn wie möglich.
Ich habe in meinem Fall nur das Deckglas (18x18mm) kurz auf die Wasseroberfläche der Petrischale gegeben und wieder abgehoben.
Die Kahmhaut war schon relativ dick, sodass zum Teil Luftblasen eingeschlossen waren. Nach meinem Eindruck konnte das Wasser durch die Bakterienansammlungen gar nicht so weit verdunsten, dass die Schicht wirklich dünn wurde. Allerdings, wie soll man solch kleine Ciliaten eigens isolieren? Calyptotricha würde dann wohl auch sein Gehäuse verlassen.
Ein anderer Punkt ist die Aufnahmetechnik.
Klar, die Fotos müssen geblitzt werden. Ich blitze bei 1/200 (manuell) mit verminderter Blitzleistung (hier waren es meines Wissen zwischen 1/16 und 1/64). Das ist immer eine ziemliche Probiererei. Wenn die Bilder zu dunkel sind, werden sie trotz Iso 100 beim Aufhellen etwas rauschig. Gut, kann man wieder entrauschen.
Da ich das Pilotlicht zurückdrehe, kann ich mir Bewegungsunschärfen oder Erschütterungen bei einer Belichtungszeit von einigen tausendstel Sekunden kaum vorstellen.
Ob die Kamera eine Rolle spielt weiß ich nicht. Meine Nikon Z7 hat eigentlich eine sehr gute Bildqualität. Ich fotografiere am Jenaval grundsätzlich das Zwischenbild im DX (APS)-Format mit Raw. Die Bilder haben dann eine native Größe von etwa 20 MP. Herr Rasche hat mal die Meinung geäußert, dass die Nikonkameras für die Mikrofotografie grundsätzlich gegenüber Canon, Sony und Olympus weniger geeignet seien.
Ein letzter Punkt ist natürlich die Frage nach der Auflösung im DIK des Jenaval Kontrasttubus.
Es gab ja im Forum zweimal eine kurze Diskussion, dass beim Jenaval die kondensorseitigen DIK-Prismen die Apertur prinzipiell auf etwa 0,7/0,8 begrenzen, und daher in der 100 Öl-immersion eine optimale Feinauflösung nicht erreicht werden könne.
Nun, ich weiß nicht ob das tatsächlich zutrifft.
Ich sehe jedenfalls, dass die Aufnahmen beispielsweise von Stephan und Roli mit dem Leica DMR feiner und brillianter sind.
Welche Erfahrungen hast du zu diesem Thema?
Es gibt also für mich beim Fotografieren noch einige Baustellen, die ich mit der Zeit abklären will.
Liebe Grüße
KlausZ
Hallo Klaus,
danke für das "kristallklar", aber es geht noch besser, glaub mir! Der Weg dorthin ist aber lang und auch mit einigen Frustrationen gepflastert. Ging mir genauso!
Das Präparat mit Deinen Teilern von Calyptotricha lanuginosa war ungeeignet für das 100 X (sage ich mal so hart). Luftblasen gehen gar nicht und die sichtbaren Bakterienmassen eigentlich auch nicht, weil das halbe Gehäuse drin steckt. Die Schichtdicke muss runter, sonst hilft Dir auch das tollste 100 X nichts! Warum nimmst Du 18X18 Deckgläser? Nimm größere, dann ist das dosieren der Flüssigkeitsmenge leichter und die Chance, dass Dein Objekt direkt am Rand zum liegen kommt ist geringer.
Wenn Dein Jenaval wirklich nur 0,7-0,8 durchlässt, dann ist das ist das sehr schlecht für die Auflösung. ichselbst hatte bis vor 2 Jahren nur einen Kondensor mit NA 0,9. Die Fotos im Calyptotricha Beitrag wurden damit gemacht. Inzwischen habe ich einen Kondensor 1.4, mit dem ich mein 100 X auch voll ansprechen kann. In den folgenden beiden Bildern habe ich mal die alten mit 0,9 Kondensor und dem neuen 1,4 Kondensor verglichen. Das Objektiv war das gleiche, ein Olympus UPlanFl 100 X/1.3:
Kondensor NA 0,9:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures012/321059_32001227.jpg) (https://postimages.org/)
Kondensor NA 1,4:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures012/321059_19575591.jpg) (https://postimages.org/)
Die Bilder mit dem 1.4 erscheinen glatter und klarer strukturiert. Bei noch feineren Strukturen ist der Unterschied noch größer. D.h., Du solltest die Beleuchtungsapertur möglichst erhöhen und bei Gebrauch des 100 X Objektivs auch den Kondensor immergieren. Ich mache das mit Wasser (den Kondensor).
Mit einem Testobjekt (Diatomee), kannst Du schnell prüfen, ob Deine Blitzeinrichtung und Dein Kamerastrahlengang richtig eingestellt sind. Du solltest auf dem Foto sehen, was Du durch die Okulare siehst. Die Parfokalität muss 100,000 % korrekt eingestellt sein. Ein Blank-Bild (also ohne Objekt unter dem Objektiv) zeigt Dir, ob es Probleme im Stahlengang gibt (Dreck, inhomogene Ausleuchtung) und ob Dein Kamerasensor noch sauber ist. Das Blank-Bild sollt glatt wie ein Kinderpopo sein. Nur der Gradient vom DIK darf sichtbar sein. Bei mir gibt es noch Sensordreck, weil meine Kamera schon 70.000 hinter sich hat. Ob Die Blitzdauer ausreichend kurz ist, kannst Du am Wimpernschlag von Paramecium prüfen. Der sollte in jedem Fall eingefroren sein. Ansonsten kann ich wenig zu Deiner Konstellation sagen, weil ich selber einen TTL gesteuerten Blitz betreibe. D.h. die Kamera steuert den Blitz. Ich fummel da gar nicht dran rum.
Über die Eignung von Kameras wurde hier im Forum schon viel diskutiert. Man sollte bedenken, dass ich für die Mikrofotografie nur den Sensor und die automatische Belichtung brauche. Alle anderen Funktionen der Kamera spielen keine Rolle. Die heutigen Sensoren sind so hoch auflösend, dass das abgebildete Zwischenbild in voller Auflösung erfasst wird. Zumindest bei mir ist das so und meine Kamera hat einen nur 17 X 13 mm großen Sensor. Das Problem ist also nicht der Sensor, sondern was für ein Bild der Sensor geliefert bekommt.
Ich wünsche Dir jedenfalls viel Erfolg beim optimieren!
Martin
Hallo Martin,
herzlichen Dank für deine hilfreichen Tipps.
Ich werde zuerst mal an der Präparat-Aufbereitung arbeiten, spielt sicher eine große Rolle.
Ich hab ja auch schon Diatomeenaufnahmen gemacht, die deutlich klarer waren.
Größere Deckgläser stehen schon bereit.
Deinen Tipp mit den Blankaufnahmen habe ich heute ausprobiert.
Vorher auf ein Diatomeen-Testpräparat scharf gestellt, dann entfernt und bei richtiger Köhlerbeleuchtung ohne OT und Deckglas (oder hätte ich ein leeres nehmen sollen?) mit dem 12,5x bei drei verschiedenen DIK-Einstellungen geblitzt.
Das Auffälligste war eine deutliche Vignettierung zu den Ecken, wobei diese wahrscheinlich bei höheren Vergrößerungen wegen des kleineren Gesichtfeldes geringer ausfällt. Ansonsten war das Bild bis auf wenig Sensordreck für mein Dafürhalten recht gleichmäßig. Selbst ein DIK-Gradient fiel mir nicht besonders auf.
Allerdings lagen Belichtung und Weißabgleich ziemlich daneben. Dies kommt natürlich durch die feste Blitzleistung (1/32) bei unterschiedlichen DIK-Abdunklungen.
Hier wäre eine TTL-Steuerung sicher besser und bequemer.
Wenn du TTL benutzt, wirst du ja eine Kurzzeitsynchronisation haben und die Belichtungszeit manuell einstellen.
Welche Zeiten wählst du in der Regel für Protozoen?
Der Weißabgleich ist für mich kein Problem, weil ich den im Raw-Entwickler (DXO Lab) ohnehin korrigiere.
Ich habe heute mal mit der Bertrand-Linse die kondensorseitigen Durchlässe der DIK-Prismen angeschaut:
Bis zum 40x (0,65) gibt es keine Einschränkung gegenüber dem Hellfeld-Durchlass.
Beim 50x (0,95) und 100x (1,3) erkannt man, dass der DIK-Durchlass etwas kleiner ist (ich schätze mal 20% vom Gesamtdurchmesser) als der mögliche Hellfeld-Durchmesser. Der abgeschirmte Teil ist allerdings nicht ganz schwarz, sondern wird überstrahlt, möglicherweise Beugungseffekte.
Die DIK-Begrenzung scheint also beim Jenaval Kontrast tatsächlich vorhanden zu sein.
Viele Grüße
Klaus
Hallo Klaus,
mit TTL (through the lens) meine ich, dass die Kamera die komplette Steuerung der Blitz Zünddauer übernimmt. Ich stelle am Blitz also keine Blende, Zeit oder irgendetwas ein (der steht auf "Auto"). TTL ist in diesem Fall etwas irreführend, weil ich ja kein Objektiv an der Kamera habe. Die ist ja über ein "dummes" Bajonett mit dem Mikroskop verbunden. Hier kommt aber der Knackpunkt. Die meisten Kameramodelle führen keine automatische Belichtung oder gar Blitzsteuerung durch, wenn man das Objektiv abnimmt. Die Kamera hat dann keine Blendeninformation und verweigert dann. Deshalb habe ich mich für die Olympus E-P5 entschieden. Die belichtet auch noch automatisch, wenn man das Objektiv abnimmt. Das können meines Wissens nur sehr wenige Kameramodelle. Außer verschiedene Olympus-Modelle auch noch die Panasonic DMC GH Serie. Andere Kameramodelle mag es geben, sind mir aber nicht bekannt.
Wenn Deine DIK Prismen "absperren", ist das natürlich blöd. Dann kannst Du die Apertur Deiner Objektive nicht voll nutzen. Ich kenne mich mit Jenaval überhaupt nicht aus, aber wenn es alternative Prismen geben sollte, dann würde ich versuchen zumindest für das 100 X eines zu bekommen.
Martin
PS: Ich sehe gerade, dass Du den Beitrag in Calyptotricha pleuronemoides umbenannt hast. Dein Fund ist aber Calyptotricha lanuginosa (ohne Zoochlorellen). Für meinen Bildvergleich 0,9/1,4 haben ich nur deshalb Calyptotricha pleuronemoides (mit Zoochlorellen) verwendet, weil ich keine Fotos von C. lanuginosa mit Kondensor 1,4 habe.
Hallo Martin,
danke für deine Hinweise.
Jetzt kenne ich wahrscheinlich den Grund, warum meine TTL-Steuerung definitiv (ich hab's gestern nochmal ausprobiert) nicht funktioniert.
Andere DIK-Prismen für das Jenaval Kontrast gibt es leider nicht.
Ich bin deshalb mittelfristig schon am Überlegen, ob ich mein Mikroskopsystem nochmal umstelle.
Allerdings gibt es für mich unabhängig vom Jenaval sicher vorher noch eine Menge hinzuzulernen, was die Bildqualität auch verbessern wird.
Welche guten Deckgläser 32x24 würdest du empfehlen?
Die falsche Umbenennung war ein Versehen. Danke, werd's gleich ändern.
Grüße KlausZ
Hallo Klaus,
ich verwende seit mindestens 30 Jahren nur 32 X 24 mm Deckgläser. Meistens die von Hecht Assistent. Die lösen sich gut voneinander (man kann also "abheben") und sind für meine Ansprüche sauber. Ich hatte auch schon welche von Marienfeld. Die sind auch gut. Aber ich glaube, da gibt es zwischen den Herstellern auch wenig Qualitätsunterschiede. Es gibt ja auch Premium-Deckgläser, die bezüglich der Varianz der Glasdicke vorsortiert sind. Die sind für meine Zwecke jedoch nicht sinnvoll. Zum einen verschenke ich schon Apertur durch das Immergieren des Kondensors mit Wasser und zum anderen hat die Schichtdicke des Präparate einen wesentlich höheren Einfluss als die Deckglasdicke. Bisher bin ich mit der Standardware ganz gut gefahren.
Martin
Lieber Martín,
ich habe eben nach den Deckgläsern bei den von Dir genannten Herstellern geschaut. Bei Hecht Assistent habe ich sie nicht gesehen, und bei Marienfeld gibt es sie, aber dort kann man nicht bestellen. Über wen beziehst Du die?
Grüße
Stephan
@Stephan
Schau doch mal bei Biologie Bedarf Thorns nach.
Carsten
Lieber Carsten,
da hatte ich schon mal geschaut, aber die geben bei Deckglasstärke 0,13 - 0,16 mm an. Das überzeugt mich nicht wirklich. Ich hätte schon gerne 0,17 mm, da ich der Meinung war und bin, dass die Deckglasstärke eine große Rolle spielt, und meine Objektive auf 0,17 ausgelegt sind.
Grüße
Stephan
Hallo Stephan,
man muss allerdings auch bedenken, dass die Objekte i.d.R. nicht direkt dem Deckglas anliegen und/oder eine gewisse räumliche Ausdehnung haben; insofern kann eine geringere DG-Dicke von 0,15 oder 0,16 µm optisch durchaus sinniger sein als 0,17 µm.
Hallo Stephan,
wie Carsten schon erwähnt hat, ist Thorns eine gute Quelle. Dort habe ich auch bestellt. Der Einfluss der Deckglasdicke ist in diesem Forum ja schon intensivst diskutiert worden. Ich will nur soviel dazu sagen: wenn ich bei einem Tümpelpräparat alle Parameter so optimal einstellen kann, dass nur noch die Deckglasdicke der limitierende Faktor ist um das high end Foto zu schießen, dann bestelle ich mir auch vorsortierte 0,17 mm Deckgläser. Aber davon bin ich weit entfernt.
Martin
Ok, ich gebe mich argumentativ geschlagen und habe gerade 400 Deckgläser 32x24 mm bestellt. Bin gespannt. Wenn ich in Zukunft mal ein schlechtes Bild habe, rede ich mich damit raus (-;
Grüße
Stephan