Mikro-Forum

Hallo zusammen,
ich habe gestern die Proben verschickt. Manch einer hat diese heute schon erhalten.
Daher möchte ich diesen Thread starten, in dem wir uns austauschen können zur Reinigung, zu den Ergebnissen, zur Bestimmung usw.
Bill Dailey hat sich hier angemeldet, darüber freue ich mich besonders und wird uns sicherlich mit seiner Erfahrung unterstützen.
Ich hänge hier ein Bild des Rohmaterials an. Wer die Möglichkeit hat, es sich unter dem Stereomikroskop anzuschauen, sollte das machen. Man sieht dann die Diatomeen schon wunderschön.
Ich habe noch 3 pdf´s angehängt, die Bill Dailey gefunden hat, die sich auf seien Probe beziehen.
Er hatte mir geschrieben, dass keine kalkhaltigen Bestandteile zu erwarten sind, daher könnte auf Salzsäure verzichtet werden.
Sicherlich klinkt er sich bald hier ein.
Viel Spass an alle mit dieser tollen Probe!
lg
anne


Der link zur Tabelle mit den Funden aus der Probe ist hier:

https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q

Hallo anne,

Ist ja schön zu hören das sich Bill Dailey hier angemeldet hat.
Das scheint ja ebenfalls sehr pudriges Material, ähnlich wie aus Palos Verdes zu sein. Von der ich nach wie vor immer noch
begeistert bin. Das entfernen der störenden Nadeln geht nur durch häufiges Dekantieren. Ich giesse das Wasser ab wenn nur noch
Nadeln im Wasser schweben.
Nun den den Thread, werde ich natürlich verfolgen.

LG
Michael

Hallo Anne,
herzlichen Dank für den Brief mit dem Diatomit. Du schreibst, daß evtl. eine Reinigung mit HCl nicht notwendig sei. Das höre ich sehr gerne. Ich freue mich schon sehr, diese Diatomeen im Mikroskop betrachten zu können.
Beste Grüße
Peter

Hello everyone,
I am very excited to be part of this discussion. My understanding of the German language is very poor so I use Google Translate to read the posts.

Usually I use my "standard" diatomite cleaning method when I clean Dunkirk diatomite (hot conc. HCl, then hot conc. H2SO4 with KClO4, then soap and mild base. This also includes all the many water washes and settling of the forms in between each step). I am currently experimenting with methods that do not require harsh chemicals so that more people will be comfortable cleaning this material using common household materials such as baking soda, white vinegar, and liquid dishwashing soap.

This is what I have done so far:

1. I did the freeze/thaw multiple times to make "mud" of the diatomite. I did this by placing some diatomite in a zip-lock plastic sandwich bag with enough water to completely cover the diatomite. Then freeze in freezer. Remove and let thaw. Repeat many times until only "mud" without any pieces is formed. If you find pieces of plant roots or other foreign objects in the material you can just pick them out as you are able.

2. I add mud to a beaker with water and heated to boiling. I used about 500mL of water with maybe 30 mL of "mud". Once boiling, I carefully added 0.5 teaspoon of baking soda (sodium bicarbonate). This foams a little since some of the sodium bicarbonate is converted to sodium carbonate by heating. This solution acts as a mild base. Continue heating the mixture for 2 or 3 hours. Then stop heating, dilute with water and let the mixture settle for 2 hours. Carefully decant most of the water over a period of 30-60 seconds so the solid on the bottom does not pour out. Then add more fresh water, let the mixture settle again for 2 hours, and carefully pour off liquid again. Repeat until the liquid that you pour off does not look cloudy after two hours.

3. I add about 500 mL of water and several large drops of liquid dishwashing soap (I am using Dawn Dishwashing liquid) and return the mixture to heating. If there is not much foam that forms I add a few more drops of the liquid dishwashing soap. Continue heating the mixture for several hours. Then dilute with water, let the mixture settle for a couple hours, and carefully pour off the liquid over a period of 30-60 seconds so the solid on the bottom does not pour out. Add fresh water, let the mixture settle for a couple hours, and carefully pour off liquid again. Repeat until the liquid that you pour off does not look cloudy after two hours.

This is as far as I've gotten my experiment so far but I can tell from experience that this is cleaning the forms. I will add to this as I can.

I am happy to try to answer questions.

Best regards to all diatomists,
Bill Dailey

Hello,
as  Bill follows us here I try to write in english.

I received my sample today. First I separated the powdry part from the big solid parts. The powder was cooked in 20% HCl. And yes, there is no CO2 development. But after cooking the liquid becomes light yellow, so there is some iron diluted.

The big parts are now on my freeze-machine. It is not my invention, it is somewhere here in the forum but I can not find the link. It consists of a big, strong peltier-element that can freeze samples up to 5 g down to -20°C. It is mounted on top of a big active CPU cooler and a power supply from an old halogen lamp. As a "switch" I use a simple mechanic timer clock. It has four switching steps per hour, so I can freeze the sample 48 times per day down to -20°C and warm it up to room temperature 48 times per day. Usually one day is enough to get a soft mud.

So, now I have to go in my cellar to remove/decant the HCl solution from the first sample and wash with destilled water. I hope I can do the H2SO4 step tomorrow evening. As oyxidizer I will take hydrogenperoxid.
I report tomorrow,
schöne Grüße
Carsten

Hi Bill,

your experimental cleaning protocol for diatomite is extremely interesting. I have long hated doing the last-stage "shock" with NaOH (usually several cycles) because of the danger of dissolving diatoms. If boiling in dish soap or any mild base (maybe SDS solution?) can be as effective then you have removed one of the worst, scariest and most time-consuming parts of cleaning for me. I have a mystery material going through freeze/thaw right now and will try this protocol with it for sure. Thanks very much for posting. Very thought-provoking.

Also, the "illegality" of possessing concentrated acids and oxidisers since new anti-terrorist laws were introduced has seriously complicated things for me. I used the same protocol as you - but can't do that anymore. Not legally anyway. I believe boiling conc. H2SO4 will always remain the best option for thoroughly cleaning fresh material, with 35% H2O2 perhaps the second best - but being able to use such benign chemicals for fossil material is very welcome indeed as the "illegal" chemicals can then be saved for situations where they are most needed - not that I have any, of course...

Thanks again.

Hello again,
two short points:
a) I stopped my freezing machine. The sample is down to mud.
b) @Bill: I know about the problems with some chemicals, but I am chemist.
Grüße
Carsten

Here in the USA we can easily get gallons of concentrated HCl (Muriatic Acid) which is used as a cleaner for concrete patios. Concentrated sulfuric acid is available as a drain cleaner (Rooto Professional Drain cleaner). Nitric acid is harder to get but you can buy sodium nitrate as a Tree Stump Remover and make your own nitric acid with sulfuric acid.
Bill

Dear Bill,
thank you for your experiments to find a method for us "poor" Europeans without using harsh chemicals. This will allow many more people to clean the sample.
Personally, I always use H2O2 in a mildly alkaline environment to clean fossil samples. But even this is no longer legally available in Germany.
I have now sent the sample to more than 20 people and hope for a lot of feedback.
I recommend deepl.com as a translator. The translations are much better/natural than from google.


best
anne

Hallo alle zusammen,
ich füge hier noch 2 Bilder als "Appetitanreger" bei, um die zu erwartende Vielfalt der Probe zu zeigen:
lg
anne

I thank Dr. Ralf Nötzel for sending me the Nottingham type plate and key some 20 years ago.

You may also be interested in seeing SEM images and commentary about some of the forms found in the Dunkirk sample which was recently published in Micscape magazine. You can find it here:
http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/dunkirk-index.htm

Bill

Hello,
ok, next report.

I cooked the cleaned and dryed HCl sample in 96% H2SO4 for 5 minutes. The color changes to a light brown: the sample does not contain much organic "waste". I added hydrogenperoxid drop by drop until the sample/acid changes to white.
I washed out the acid in three steps with destilled water. Then I cooked the sample in water with 1 g Na2CO3. After 5 minutes I added some drops of liquid laundry detergent.
As I am not interested in very small diatoms I flushed the hot alcalic sample onto a 30 µm sieve and washed directly under the water tap. Then I washed with destilled water and flushes the residue with destilled water by a pipette from the sieve into a sample flask.
I did a first view on this sample, "mounted" just in water:
- very clean
- very much big diatoms
- most of them are undamaged
- many different species
I would say: the best diatomit I ever worked with. I think, I can present first fotos from mounted species tomorrow.
Good night
Carsten

Moin,
auch von mir nochmal in diesem Thread eine Typenplatte und ein Kreispräparat mit Material aus Dunkirk, Maryland. Ist zwar aus einer anderen Probe entstanden, die ich vor langer Zeit bekommen habe, sollte aber von den Formen her recht ähnlich sein. Ich habe bei weitem nicht alle alle Formen gefunden, die Möller gefunden hat (von dem die Typenplatte in Annes Fotos stammt), allerdings will ich auch nicht wissen, wie viele Streu-Objektträger er für das Präparat durchsucht hat. Schon bei mir sind einige Formen sehr selten gewesen...
Viele Grüße
Jan

Very nice Jan!
I tried to attach a couple images of type slides prepared by Klaus Kemp of Dunkirk material but I can't seem to do it. I keep getting errors.
Bill

Zitat von: bill2penn in Februar 24, 2023, 02:17:45 VORMITTAG
Very nice Jan!
I tried to attach a couple images of type slides prepared by Klaus Kemp of Dunkirk material but I can't seem to do it. I keep getting errors.
Bill

Hi Bill,

it's great that you have found your way to this round!

A warm welcome!

I have created some screenshots with comments for you, which might help you when attaching pictures using the German-language user interface here.

Almost forgotten :-) :
If you have more than one file, you have to click on the "(mehr Dateianhänge)" field.



Best regards until soon

Jakob

Thank you Jakob. This is what I tried but the image files did not process without error. So maybe it is the format of my image files. I downloaded Jan's image and will try to reupload it here.
Bill

Testing image upload of Jan's image.....

I will try again to post a reduced size small type slide of Dunkirk prepared by the late Klaus Kemp. A couple forms have moved and the imaging is not the best.
Bill

Hallo zusammen,

Ich habe ebenfalls etwas Material erhalten, vielen Dank dafür.
Anne hatte ja angemerkt, sich das Material unter dem Stm anzusehen, dies habe ich gemacht und ein Foto beigefügt. Es sind so schon viele
Exemplare zu sehen. Es ist eine kleine Menge das schon staubförmig vorlag.
Das Foto ist mit Handy über dem Okular und dem MBS-10 gemacht worden.


LG
Michael

Be careful sieving with too large a mesh. There are some very small but very interesting forms in Dunkirk. Here is a darkfield image of a type slide prepared by Dr. Stephen Nagy of Rhaphidodiscus marylandicus (Christian). The scale bar is 50 microns total, 10 microns per division. The best way to find Rhaphidodiscus marylandicus in the sample is to use darkfield illumination. These forms shine like headlights of a car!
Bill

Hallo Diatomeen-Freunde,

Ich möchte mich auch ganz herzlich bei Bill für die Zurverfügungstellung des Materials und bei Anne für die Versandarbeit bedanken. Ich habe schon einige schöne Stunden damit verbracht.
Ich habe bisher nur mit HCL gereinigt, was aber nicht ausreichend ist. Schön, dass Bill uns seine Vorgehensweise zur Reinigung mitgeteilt hat.
Mein erstes Präparat hat mich trotz der Unvollkommenheiten sehr begeistert. Ich kannte bisher nur fossiles Material aus Uljanowsk und bin erfreut über die Vielfalt und Größe der Diatomeen. Ich denke, wir werden auch bald die ersten Fotos sehen.

Liebe Grüße
Manfred

Here is another Dunkirk type slide made by the late Klaus Kemp. Sorry for the poor image quality. That is something I need to work on. Perhaps I can image just portions of it in the future. I need to buy a stitching and stacking image program!
Bill

Hello,
here are my first pictures.
I try a determination of the diatoms using Anne's chart from post 10. Please feel free to correct me.

Picture 1 : Mastogonia crux
Picture 2 : Mastognia actinoptychus (with air bubble :()
Picture 3 : Seeproceis caduccus
Picture 4 + 5 : Triceratium sp.

There are enough species for the next months...(years?).
Carsten

And the second part:

Picture 6 : Actinocylus ralfsi

Picture 7 : i don't know

Picture 8 : Goniothecium rogersii (thanks to Martin)

Enough for today.
Carsten

Hallo Carsten,
in der Tat eine wundervolle Probe, die ich heute erstmals unter dem 40iger Objektiv angeschaut habe. Dabei entdeckte ich die Diatomee 9.2 unter Deinen Aufnahmen.
Die richtige Bezeichnung dieser Diatomee ist Sceptroneis caduceus Ehrenberg 1844. Das fand ich mühsam im Internet
Beste Grüße
Peter

P.S. und noch viel Spaß mit dieser hochinteressanten Probe

Hallo,
ja, mit einer richtigen Brille könnte das Sceptroneis sein.
Einigen wir uns darauf, dass die Abbildung von Anne in mehreren Punkten suboptimal für eine Bestimmung ist?
Gute Nacht,
Carsten

Hello,
the next two species:

Picture 1 : Actinoptychus

Picture 2 : Stephanooyxis diadema

Happy hunting,
Carsten

Hello Dunkirk friends,
I want to add a Jamin Lebedeff image of Actinoptychus heliopelta. One of the most photographed diatoms.
Wonderful for playing with contrasting techniques.
Have a nice weekend.
anne

Hallo zusammen
Leider konnte ich erst gestern mit der Aufbereitung dieser herrlichen Probe
beginnen.(Kindermädchen)
Carsten hat ja schon vorgelegt, mit voller Power.
Da ich leider meine konz.Schwefelsäure voriges Jahr aufgebraucht habe
und mein Apotheker verstorben ist, komme ich momentan nicht mehr an dieselbige.
Sein Nachfolger stellt sich Quer.
Also habe ich mich dazu entschlossen genau nach der Anleitung von Bill
vorzugehen.
Ich habe aber nur einen Teil des Diatomites verwendet.
Hier ein Zwischenbericht, da alles seine Zeit braucht.
Momentan bin ich mit Kochen usw. fertig. bin als dort, wo Bill erst einmal aufgehört hat.
Jetzt dekandiere ich intensiv., das kann noch dauern. Dann kommt noch sieben, sieben ,sieben.
Zwischendurch kontrolliere ich immer unter dem Mikro.
Hier einige Funde in nur einem Tropfen, ohne Einbettung.
Die Bilder zeigen nur einige Formen, gefunden habe ich in diesem Tropfen bestimmt 8,9 Formen.
Die Fotos sind nicht gestackt und bearbeitet.
  Gruß von Siegfried
Hello all
Unfortunately I could only yesterday with the processing of this wonderful sample
(nanny).
Carsten has already presented, with full power.
Unfortunately, I have used up my conc. sulfuric acid last year and my pharmacist has died.
and my pharmacist is deceased, I currently no longer come to the same.
His successor is averse.
So I have decided to proceed exactly according to the instructions of Bill
to proceed.
But I only used a part of the Diatomite.
Here is an interim report, since everything takes its time.
At the moment I'm done with cooking etc. am as where Bill left off for now.
Now I decant intensively, which can still take time. Then comes cleaning with the sieve.
In between I always check under the mic.
Here some finds in only one drop, without embedding.
The pictures show only some forms, I have found 8,9 forms in this drop.
The photos are not stacked and processed.
  Greeting from Siegfried

Translated with www.DeepL.com/Translator (free version)
PS: Während Anne ihre herrliche Actinoptychus heliopelta eingestellt hat, habe ich noch geschrieben.
     Danke liebe Anne für das schöne Bild.

Hallo Carsten,

Zitat
Picture 1 : Actinoptychus

ich bin gerade etwas irritiert. Ist das ein Anaglyphenbild?

Hezrliche Grüße
Peter

Hi,
@Peter : nö.
Carsten

Here's a better version of the large Klaus Kemp Dunkirk type slide that I stitched together from 4 images.

Here's a SEM image of Actinoptychus heliopelta taken by Mary Ann Tiffany when she was at the Center for Inland Waters and Department of Biology of San Diego State University around 2003. You can see all the other images taken by Mary Ann and read the commentary by Richard Carter in the recently published Micscape suite of articles here:

http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/dunkirk-index.htm

Bill

Thanks Bill
Nice that you show us the SEM shots of Mary Ann.
This is for me a confirmation for Micro photos with DIC and then
Conversion to inverted images with post processing.
They come close to the SEM images.
  Greetings from Siegfried

Danke Bill
Schön daß du uns die REM Aufnahmen von Mary Ann zeigst.
Das ist für mich eine Bestätigung für Micro Fotos mit DIC und dann
Umwandlung in invertierte Bilder mit Nachbearbeitung.
Sie kommen den REM Bildern nahe.
  Gruß von Siegfried

Lieber Siegfried,

erlaube mir einen kleinen Hinweis:

Ich glaube,Du tätest nicht nur mir, sondern allen einen Gefallen, wenn Du den PC nicht nutzt wie eine alte Schreibmaschine.  ;) Dadurch, dass Du immer die "Return"-Taste drückst, ergibt sich - je nach verwendetem Endgerät - für den Leser eine sehr zerackte und schwer zu lesende Formatierung bzw. Darstellung des Textes.

Bitte überlass die Formatierung einfach dem PC. Das heißt: Einfach "durchschreiben", ohne die Return-Taste zu verwenden. Diese bitte nur benutzen, wenn Du wirklich einen neuen Absatz beabsichtigst.

Danke!

Hezrliche Grüße
Peter

Lieber Peter
Danke für den Hinweis. Dieser Sachverhalt war mir bis jetzt nicht bewußt. Ich hatte sowohl am PC als auch am Tablet bisher keine Probleme. Werde es aber ab jetzt beachten.
Gruß von Siegfried

Hallo,
noch ein Nachschlag:

Bild 1 : Coscinodiscus apiculatus
Bild 2 : Mastogonia crux
Bild 3 : Pleurosigma affine
Bild 4 : Dossetia hyaline

Und das war es dann erst mal mit bunten Bildern. Der Interphako ist für dickere Objekte doch eher suboptimal.
Schöne Grüße
Carsten

Dear Bill,
On your website you describe the diatomite from Dunkirk and several sites. From which locality is the diatomite that we now have?

https://diatomsamples.weebly.com/maryland-diatomite.html
best
anne

Hello,

I was able to find this when checking the cleaning process.



Greetings
Michael

Anne,
I sent the Dunkirk material since it's the best of the Maryland diatomite that I have collected. I attach a few images of the ancient diatomite works and the Dunkirk diatomite in the ground. You can just barely see the diatomite through the trees of one picture.
Bill

Hallo zusammen,

Ich habe das Material mit der Backpulver Methode gereinigt, mehrfach mit dest. Wasser gespült. Es sieht relativ gut aus aber es befinden sich auch Kristalle in der Probe. ( weisser Kreis)
Sind diese Kristalle "unbedenklich" oder sind es womöglich noch Rückstände vom Backpulver oder evtl Kalk? Wie soll ich weiter verfahren? Mit Salzsäure behandeln?


Nachtrag:
Es handelt sich um Kalk, habe eine kleine Menge mit etwas Salzsäure behadelt, gespült und nochmals unters Mikroskop gelegt. Es sind keine Kristalle mehr vorhanden.

LG
Michael

Hello Michael,
Looks very good to me!
Did you use baking powder or baking soda? Baking powder has other ingredients besides sodium carbonate.

Bill

Hello Bill,

I used baking powder.  After the hydrochloric acid treatment, everything is clean !
The Photo now is only make with Handy on eyepiece.


Michael

Dear Bill,
thank you for your images from the original deposit!

Michael, Deine Probe ist schon wunderbar, ich bin gespannt auf Deine Funde.
lg
anne

Hallo,

hier auch ein paar erste Eindrücke von mir:

Hallo Zusammen
Es wurden ja schon einige Funde von dieser schönen Probe aus Dunkirk Maryland gezeigt.
Ich habe sie alle mit Freude angeschaut.
Nun hier auch von mir einige erste Funde aus 5 Steupräparaten.
Ich habe auch nach der Anleitung von Bill aufbereitet.
Danke an Bill.
1.Actinoptychus heliopelta Grun.
2.Sceptroneis caduceus Ehrenberg
3. Rhaphoneis fossile (Grunow) Andrews 1978
4.Xanthiopyxis oblonga Ehrenberg
5.Nachforschungen sind im Gange
6.Cosinodiscus spec.
7.Paralia sulcata (Ehrenberg)
8.Diploneis crabro
Und hier noch ein kleines Video von einer gefundenen Actinoptychus heliopelta Grun.
https://www.youtube.com/watch?v=i9IsR3M6mk8&ab_channel=SiegfriedSchmidt
PS: da ich beim Einstellen meines Beitrages etwas in Zeitnot war, da ich an einem Meeting der Wiener Mikroskopischen Gesellschaft teilnehmen wollte, vergaß ich zu schreiben, daß mein Foto eine Montage ist, aber mit originalen Aufnahmen meinerseits von Diatomeen aus Streupräparaten, welche  aus der herrlichen Probe vom Diatomit  stammen.

WOW! Siegfried.
That's beautiful.

Bill

Dieser Artikel könnte auch hilfreich sein:
https://www.dropbox.com/s/zwquda0ef2jh6zf/Andrews_1976_Miocene_Diatoms_Maryland.pdf?dl=0
Die Fundstelle ist etwas südlicher.

Grüße
Martin

Hi Martin,

Here's Andrew's more recent paper. It's a free download.
Bill

Andrews, G.W., 1988, A revised marine diatom zonation for Miocene strata of the southeastern United States: U.S. Geological Survey Professional Paper 1481,29 p.

https://pubs.er.usgs.gov/publication/pp1481

Oh yes, much more but other species displayed. The articles are complementing each other.

Regards
Martin

Hallo zusammen,

Da sind ja schon einige zusammen gekommen. Ein Streupräparat habe ich noch nicht machen können.
Durch ein Fehlgriff habe ich mir leider das Einschlussmittel versaut. Anstatt Aceton habe ich Xylol zum verdünnen von Speedax genommen. Das wird beim aushärten trübe.
Ich habe es noch nicht entsorgt. Ich weis nicht wie man es evtl. "retten" könnte.
Eine kleine Menge Spdx habe ich noch, muss aber abwägen für welches Präparat ich es verwende.  Ich will hoffen das es bald neues gibt.

So wie ich mich kenne, werde ich wohl die gesiebten; einigermassen sortierten Diatomeen; nach Besonderheiten im wahsten Sinne des Wortes "durchforsten". Aber das
ist viel interessanter als sich vom TV zu setzen.


Gruss
Michael

Hello dear community!

At the very beginning, please let a big THANK YOU to Anne & Bill precede all other comments!

Anne has done a very good job of organising and thoughtfully executing this grateful distribution of the Dunkirk samples that Bill has so generously made available to her. I think that such efforts, which are only supposedly easy to manage and noble at that, should definitely be appreciated and therefore please emphasise that this is not to be regarded as a mere courtesy.

I am quite sure that I was the last to receive the sample. Never mind, here it is, hooray ...

By the way, I have to smile a little bit at myself, because I was almost as happy as a little child about its Christmas present.

First impressions:

I put a quantity in the order of the volume of one or two grains of rice in a conical glass with about 5 ml of aqua dest. I waited a bit and touched a very small chunk with a spatula (predictably, some of the frustulae were damaged):

At least the sample could be assessed and an impressive abundance of diatom species could be seen.

By the way, I have only ever tried to clean a diatom sample once before. Due to the difficulty in obtaining certain chemicals, I had to improvise. From washing-up liquid to Klorix and acetone.

At the moment I have acids available at home:

Acetic acid, lactic acid, formic acid 10 %.

Otherwise hydrogen peroxide 30 %; Oetker baking powder and a few other relevant things. However, no hydrochloric, sulphuric or hydrofluoric acid.

At the moment I would be very grateful for any tips on cleaning the sample!

Kind regards

Jakob

Hello Jakob,
That's nice that the sample has arrived. However, you are not the last one, it has not arrived in Italy yet.
I would suggest you follow Bill's instructions exactly. If the sample is still not clean enough, you can also boil it in hydrogen peroxide for several hours, adding some baking soda (tip of a knife).
I am still in the middle of cleaning myself. There are a lot of small particles below 20µm in the sample, mostly fragments of diatoms. It is important to separate these by sedimentation or sieving. Then you will have a beautiful sample at the end.

best
anne

Hello Martin and Bill
Thanks for the references to the documents of
Andrews, G.W., 1988, A revised marine diatom zonation for Miocene strata of the southeastern United States: U.S. Geological Survey Professional Paper 1481, 29 p..
One more question about my previous finds from this sample. Can a micro friend determine Species No.3?  I had made the scatter slides from an intermediate result of my cleaning. I decant and continue to work with the sieves.
  Greetings from Siegfried

Hallo Siegfried,

Es dürfte sich um eine Rhaphoneis fossile (Grunow) Andrews 1978 handeln.
Schau mal hier: http://symbiont.ansp.org/dntf/gallery.php?g=Rhaphoneis (http://symbiont.ansp.org/dntf/gallery.php?g=Rhaphoneis)
oder hier: https://pubs.usgs.gov/pp/1481/report.pdf (https://pubs.usgs.gov/pp/1481/report.pdf)  S. 45 , 4-6


Gruss
Michael

Hallo Michael
Danke für deinen Bestimmungsversuch.
Du könntest recht haben. Es ist halt anhand meines Fotos und des von dir verlinkten auch noch nicht 100%ig.
Um dein Mißgeschick mit dem Speedax etwas auszugleichen, könnte ich dir eine kleinst Menge Pleurax per Brief zukommen lassen.
Wenn du willst schreibe mir bitte eine PN.
An alle:
Und weil wir gerade beim Bestimmen von Diatomeen sind, hier noch solch eine Species aus dieser Probe.
Oder ist es nur ein ausgebrochenes Teilstück?
Würde mich über einen Hinweis freuen.
   Gruß von Siegfried

Hallo Siegfried,

sind die Poren bei der gesuchten Diatomee so streifig angeordnet oder ist das ein Moiré-Effekt?

LG
Manfred

Hallo zusammen,

Ich stelle mal hier ein Foto meiner Ausbeute von ca. 0,5 g Rohmaterial ein. Gesiebt habe ich in 100, 50, 25 µm Maschenweite, jeweils grösser (+) und kleiner (-) um den Maschengrösse.
Es rutschen auch mal grössere durch, wenn die sich etwas quer stellen, es sind ja keine runden Sieblöcher. 
Ich habe die gereinigt, dekantierte Diatomeensuspension in das Sieb gefüllt und mit dest. Wasser gespült. Überstand auf dem Sieb wären dann z.B 50 +, was durch gelaufen ist, wäre 50 -.
Wie geht ihr vor?


Gruss
Michael

Moin Michael,
in Ermangelung eines Siebsatzes mache ich es genauso - ohne Sieben.
Beste Grüße
Peter

Lieber Michael,
das ist vorbildlich!
Ich verwerfe oft die Fraktion kleiner 20µm, außer es ist eine Probe die z.B. viele lange schlanke Diatomeen enthält die im 20er Sieb durchrutschen oder es zeigen sich wirklich sehr interessante Spezies in diesem Bereich.
Dann siebe ich noch mit dem 100µm Sieb die großen Diatomeen raus.
Also habe ich nachher z.B. 2 Fläschchen, 1x 20µm-<100µm, 1x >100µm.
Anstatt dem 100er Siebe verwende ich auch mal ein 70er oder auch ein 120µm Sieb um die große Fraktion abzutrennen.
Man sieht ja was man ungefähr drin hat und kann daraus die Fraktionen festlegen.
Bei den Diatomisten findet man oft den Begriff "light fraction" und "heavy fraction" auf den Fläschchen, davon habe ich mir das abgeschaut.
Wobei die "heavy fraction" oft auch erst ab 120µm anfängt, je nach Probe.
Es gibt dann noch den Begriff "coarse", darin sind meist große Schwammnadeln und sehr große Diatomeen enthalten, ich denke dafür wurde dann ein Sieb mit mindestens 200µm verwendet.


Dear Michael,
that is exemplary!
I often discard the fraction smaller than 20µm, unless it is a sample that contains, for example, many long, slender diatoms that slip through the 20µm sieve or there are really very interesting species in this range.
Then I sieve out the large diatoms with the 100µm sieve.
So afterwards I have for example 2 vials, 1x 20µm-<100µm, 1x >100µm.
Instead of the 100µm sieve I sometimes use a 70µm or a 120µm sieve to separate the large fraction.
You can see approximately what you have in it and can determine the fractions from that.
Diatomists often use the terms "light fraction" and "heavy fraction" on their vials, which is how I learned it.
The "heavy fraction" often starts at 120µm, depending on the sample.
There is also the term "coarse", which usually contains large sponge needles and very large diatoms, I think a sieve with at least 200µm was used for this.


lg
anne

Hallo Manfred und alle
Ich will diesen schönen Thread natürlich nicht wegen Bestimmungen zweckentfremden, aber es wurde ja in den Eröffnungsworten ausdrücklich mit erwünscht.
" zur Reinigung, zu den Ergebnissen, zur Bestimmung usw."
Hier nochmal diese Diatomee im nur Hellfeld. Ein Moiré-Effekt dürfte es eigentlich nicht sein. Bei allen anderen Diatomeen tritt es so nicht auf.
Wer kann helfen?
      Gruß von Siegfried

Hallo,

Hier eine Radiolarie, die ich finden hab können.


Gruss
Michael

Hallo Siegfried,

ich bin ziemlich sicher, dass es ein Moré-Effekt ist. Schau mal die Flächen genau an. Da entstehen Zonen, die so real nicht vorkommen können. Mach mal eine Aufnahme mit einem schwächer vergrößernden Objektiv. Dann müsste der Unterschied zu sehen sein.

LG
Manfred

Hallo Manfred
Auch bei geringerer Vergrößerung.
Nun will ich aber mit dieser Diatomee erst mal beenden, vielleicht meldet sich doch noch ein Experte/in.
Es gibt noch viel zu entdecken. :)
   Gruß von Siegfried

Hello Siegried,

That does look like exactly like moire effect as others have said.

Because it didn't fade away at lower magnification, I wonder if you are photographing a complete valve instead of a single frustule. That is, two frustules joined together as they are in life and you are viewing one on top of the other. That can cause a moire effect at any magnification, like looking at two pieces of fine mesh, one on top of the other.

Racking focus through the form (from top to bottom) with the condenser nearly wide open will confirm it. There will be two separate planes where the details are in focus. If only one plane can be brought into focus, then it's not that.

Hallo Siegfried,

Ich glaube, es ist ein echtes Muster: Der Rand der Kieselschale ist abgefallen, ich denke, der mittlere Teil der Schale wurde beim Trocknen flach auf das Deckglas gedrückt.

Mit freundlichen Grüßen,
René

Hi Steve and Rene'
Thank you for the good answers. I haven't had such a case yet, but I'm still learning at my age.
We'll see what surprises this sample brings. I'll stay on the ball.
Greetings from Siegfried

Hallo Siegfried,
ich habe schon gesucht wie verrückt, es kommt mir unglaublich bekannt vor...... Der Effekt ist auch schon unter dem Stereomikroskop zu sehen. Also ich sehe das Muster auch, halte es aber für einen Effekt durch die Anordnung der Poren.
Nur als Anmerkung.
lg
anne

Hallo zusammen,
inzwischen bin ich mit der Reinigung fertig. Ich habe nur 3 Gefrierzyklen gemacht und im Anschluss gekocht in Wasserstoffperoxid mit etwas Natriumcarbonat.
Ich habe nun 2 Fraktionen: >20µm- <125µm und >125 µm.
Hier ein schnelles Bild, jeweils mit dem 20er Objektiv beider Fraktionen.

Hello all,
in the meantime I have finished the cleaning. I did only 3 freeze cycles and boiled in hydrogen peroxide with some sodium carbonate afterwards.
I now have 2 fractions: >20µm- <125µm and >125 µm.
Here is a quick picture, each with the 20 objective of both fractions.

lg
anne

Hallo,

Hier ein Foto einer ;ich denke mal; Goniothecium. Im Hellfeld sind die Schalenwände kaum aus zumachen, man sieht nur den mittleren Teil. Erst wenn man die Aperturblende  zuzieht erscheinen
die Wände.  Aufgestellt sieht es augenförmig aus. Ich habe es hier; im trockenem Zustand; schräg gestellt und mit dem 40er gestackt. 


Gruss
Michael





Hello,

Here is a photo of one; I think; goniothecia. In brightfield, the walls of the shell can hardly be made out; only the middle part can be seen. Only when you close the aperture diaphragm appear
the walls. When erected, it looks eye-shaped. I have it here; when dry; placed at an angle and stacked with the 40.


Greeting
Michael

Hallo Michael,

das ist Dir prima gelungen. Da ist schon im Hellfeld wenig zu sehen.

LG
Manfred

Hi Anne,

nice clean forms there.

Could you confirm that you used sodium carbonate, not sodium bi-carbonate. If so, how much and for how long? It looks a great substitute for NaOH, and a perhaps a bit less "fierce". Thanks

Dear Steve,
yes it works good around pH 8-9.
Na2CO3 ist the correct chemical form.
Just a few grains and checking the pH. Boiling for a few hours, sieving and boiling again for a few hours.
To much could be dangerous, the pH could increase to more than 10!
(had this experience....)
best
anne

Thanks Anne. I've ordered some. Being able to boil for hours and check pH throughout will be far less stressful than boiling for seconds with NaOH while "hoping". I've ruined a couple of samples with NaOH before. I'm so nervous of that now, I tend to dilute the NaOH too much and have to repeat the process many times (with a full rinse between each one to get rid of neutralising HCl). That takes many hours more, and can still go wrong. Not sure why I never heard of using sodium carbonate before, but I'm very glad to have discovered it. Thanks again for the info.

I think it's easier to use sodium bicarbonate (baking soda) and heating to boiling for a couple hours. Heating converts some of the bicarbonate to carbonate.
Bill

Hi Bill

'Washing' Soda (Na-carbonate) is easier to find, at least in the Netherlands. The pH of 8-9 mentioned by Anne however is only very lightly alkaline, is that enough? Are there guidelines?

For the removal of clays and such I've come across the use of 1% soda, which sounds like a lot. It surely brings the pH >10 if my calculation is correct.

Best wishes, René

Patience is what is needed for many samples! Long boils with very mild base. Then many, many washes with distilled water. Sometimes no clay will suspend with normal "tap" water, but using distilled water will suspend the clay.

My "standard" procedure uses a discontinued product called Sparkleen 1 which is a laboratory glassware cleaner composed of a polymer of alkylated phenol and sodium carbonate. It's just a fancy soap with mild base. The phenol groups are deprotonated by the sodium carbonate and act as the base of pH about 9. Even with this product I sometimes have to treat an Oamaru sample for 6 or 8 times (at least an hour boil each!) to get a clean sample.

I too used to do the "shock" treatment with sodium hydroxide on samples. However after some of my samples "disappeared" (DISSOLVED!!) I stopped using it.

Best to all
Bill

Hi René,

Baking Soda (E500) you will easily find in any Asia shop in the Netherlands. Most comon is the American brand Arm&Hammer in 227 and 454g packages.

Regards
Martin

Just wondering, if you have a lot of agglutinated mineral stuff in your sample, does boiling in soda break that down?
Just an example, not Maryland diatomite and also not containing much of it, but you know what I mean.

Thanks, René

Hi Rene,
YES! that's the stuff that gets broken apart into small grains by boiling with the sodium BIcarbonate/soap for several hours.
Bill

Hi Rene,
the problem is that I use it according to my gut feeling...., so it is difficult to give an indication.
I have only lost one sample so far due to sodium carbonate and that was part of the marine sample from the Netherlands that you know. This simply disappeared at a high pH value. I think the pH was still greater than 10.
Hence my specification of pH 8-9 to avoid major disasters.
For a sample like yours in the picture, you still have to use the pyrophsophate, it crushes/disperses the particles that you have marked with an arrow and you can then sieve them off or separate them via sediment.

lg
anne

Anne and Rene and all,

Sodium pyrophosphate is also a mild base. 1% solutions will have pH of around 10.

Bill

Dear Bill,
thank you for sharing all your knowledge!
We use the pyrophosphat only in micro quantities as dispersants, I guess lower than 0,01%, 3 or 4 crystalls for around 100-200ml.
best anne

Hi Bill, I've tried boiling in 1% bicarbonate in 15% H2O2 for 10 min, but that didn't work. More boiling time needed, apparently.

Would pyrophospate be preferable over bicarbonate? And would there be an advantage for addition of EDTA? That's also generally used under alkaline conditions

Thanks for the tips,
René

Hi Rene,
I have never used sodium pyrophosphate so I defer to Anne and others who have.

But I typically will boil for an hour or more with sodium bicarbonate. Sometimes I do this several times.

Bill

Hallo Anne, Steve, Bill, Martin und Rene'
Ich habe euere Diskussion zur Aufbereitung sehr aufmerksam verfolgt, und viel daraus gelernt. Danke.
Aber jetzt zu Anne.
Es ist mir noch nie passiert, daß ich einen Beitrag von dir übersehen habe, aber gestern 20:43 schon. Anscheinend war ich nach deinem Folgebeitrag mit den herrlichen Übersichtsbildern deiner gereinigten Probe, geblendet. Ja Vanox und Können und Erfahrung bringen Solches hervor. 8)
Also vielen Dank für deine Recherche zu dieser wundersamen Diatomee. Ich bin mir auch sicher, daß ich diese Ansicht auch schon irgendwo gesehen habe, weiss aber auch nicht mehr wo.
Ich habe beim Durchsuchen meiner 4 Streupräparate noch ein Bruchstück gefunden, aber das war es. So nun will ich aber weiter mit dieser Probe arbeiten, es gibt viel zu entdecken.
   Gruß von Siegfried

Hello Anne, Steve, Bill, Martin and Rene'.
I have followed your discussion on processing very closely and have learned a lot from it. Thank you.
But now to Anne.
It has never happened to me that I missed a post by Anne, but yesterday 20:43 I did. Apparently I was dazzled after your follow-up post with the wonderful overview pictures of your cleaned sample. Yes Vanox and skill and experience do produce such things.  8)
So thank you for your research on this wondrous diatom. I am also sure that I have seen this view somewhere, but I can't remember where.
I found a fragment while searching through my 4 scattered specimens, but that was it. But now I want to continue working with the cleaned diatomite, there is a lot to discover.
   Greetings from Siegfried

Translated with www.DeepL.com/Translator (free version)

Mit folgender Methode habe ich gut gereinigtes Material bekommen:
Diatomit: 2 erbsengroße Stücke
5ml 30% Wasserstoffperoxyd
3 Tropfen 10% Natriumcarbonat (Soda)
2h bei 80 Grad Celsius im Wasserbad
dann mit H2O. dem.  über 25µm Sieb 3-4x gewaschen.
Im Rohmaterial befinden sich sehr viele kleine "Nadeln". Mit öfterem Sieben bekommt man diese natürlich noch besser weg. Sie führen dazu dass die Probe zum verklumpen neigt. Je weniger davon in der Probe sind, desto schöner werden die Streupräparate. Beim Auslesen für Legepräparate stören die Nadeln nicht so sehr. Sie fallen leicht ab, wenn die Diatomee auf Glas (Objektträger) kurz hin und her geschoben oder kurz aufgeklopft wird.

Hallo Harald
Danke für das Vorstellen deiner Methode zum Aufbereiten des Diatomit.
Hier noch ein 3D Bild meines Bruchstückes aus vorherigem Beitrag.
Dann soll es aber genug sein.
Bitte Rot-Cyanbrille verwenden. Mit Picolay erstellt.
  Gruß von Siegfried

Hello Harald
Thanks for sharing your method for preparing the diatomite.
Here is a 3D image of my fragment from the previous post.
But that should be enough.
Please use red-cyan glasses. Created with Picolay.
  Greetings from Siegfried

Hallo Siegfried,

Vielen Dank für das Einstellen der Bilder.  Ich finde das der 3D Effekt beim invertiertem Bild stärker ist, somit mir besser gefällt.


@ All:
Ich habe es ohne Gefrierzyklus oder ähnliches gereinigt. Ich habe etwas Material in ein 25 ml Becherglas gegeben. Darauf 12%iges Wasserstoffperoxid ( Trophäenbleiche )
hinzu ein paar Tropfen "Eau de Javell" hinzu gefügt. Das Becherglas habe ich ein paar Stunden bei ca 80 Grad auf der Heizplatte ziehen lassen. Durch die Bläschen wird das Material aufgebrochen.
Nach dem keine Bläschen mehr zu sehen waren habe ich den Überstand abgegossen und wiederrum etwas Wasserstoffperoxid hinein gegeben und diesmal etwas Backpulver, damit liessen
sich letzte Anhaftungen lösen.  Da bei mir aber Kristalle zu sehen waren habe ich es danach noch mit Salzsäure behandelt. Danach spülen, sieben usw.



Gruss
Michael

Hallo zusammen,

Ich habe es nun auch mal probiert ein 3D Bild mit -piccolay- zu erstellen.  Ich denke es ist mir einigermassen gelungen.


Gruss
Michael

Hallo zusammen,

Bezüglich der Fragestellung von Siegfried, ob diese Diatomee ein Moire-Effekt aufweist, habe ich mir mal die selbe, aber schadhafte heraus gesucht.
An den Defekten kann man gut die Schichten erkennen. Die Diatomee selbst ist sehr dünn besteht dennoch aus 2 Schichten. Die ist unterm Stereomikroskop fast durchsichtig und schimmert
bläulich.  Ich denke Siegfried kann das bestätigen, wenn es die gleiche war.
Was den Moire-Effekt angeht würde ich dies daher mit -ja- beantworten.

Ich lasse mich aber gerne berichtigen, wenn ich falsch liegen sollte.


Gruss
Michael

Hallo Michael
Zuerst zu deiner Goniothecium. Ich finde deine Darstellung in diesem schräg gelegtem Zustand sehr ansprechend und die Bearbeitung mit Picolay verstärkt die 3 Dimensionalität noch.
Aber nun zu der besagten Diatomee mit dem speziellen Effekt. Ich bin nun auch überzeugt daß es ein Moire-Effekt ist.
Es stellen sich mir nun 2 Fragen.
1. Diese Diatomee muß ja einen Namen haben auch wenn wir momentan nur Bruchstücke in dieser Probe aus Dunkirk Maryland finden?
2. Wer findet von dieser Diatomee ein "komplettes" Exemplar mit Gürtelband ?
Dabei wünsche ich mir, und allen Mitsuchenden einen guten Blick und viel Glück.
   Gruß von Siegfried
PS: Ein Bestimmungsmerkmal dürfte uA. der innere gekennzeichnete Abschnitt sein.

Hello Michael
First of all about your Goniothecium. I find your representation in this obliquely placed state very appealing and the processing with Picolay reinforces the 3 dimensionality even more.
But now to the diatom with the special effect. I am now also convinced that it is a Moire effect.
Now I have 2 questions.
1. this diatom must have a name? even if at the moment we only find fragments in this sample from Dunkirk Maryland.
2. who can find a "complete" specimen of this diatom with a belt band ?
I wish myself and everyone a good look and good luck.
   Greetings from Siegfried
PS: The inner marked section is likely to be one of the identifying features.

Translated with www.DeepL.com/Translator (free version)

Good morning ladies and gentlemen!


Well, at the moment I'm treading water a bit, because when I added Oetker's baking powder I probably got too much of it.

You can easily see this in picture 2, which shows diatom fragments surrounded by corn starch grains.

Picture 1 shows a smear of the sample material diluted with distilled water in its original state.

For the time being, I will try a more cautious approach with other silica material (of which I have considerably more). As soon as I am a bit more sure after that, I will continue with the new sample.


If you have any tips on the mixing ratio (distilled water, baking soda, hydrogen peroxide) for the quantities to be boiled several times, I would be very grateful for such advice.

I am therefore behind with the cleaning, but this is not a competition, which we all do ... ;) :)

Or is it? ;)

I'll get there, I'm confident!

Kind regards to all

Jakob

Hallo Diatomeenfreunde,

es ist wichtig kein Backpulver sondern Soda zu verwenden, wie hier ja schon angemerkt wurde. Backpulver enthält zusätzlich Stärke, welche sich nicht löst. Ich habe mir Kaiser-Natron besorgt. Kostet weniger als 1 Euro in z.B. dem DM-Drogeriemarkt. (Ich hoffe die Namensnennung ist ok).
Es gibt unzählige Produktbezeichnungen, lässt sich leicht ermitteln.

LG
Manfred

Dinatriumdihydrogendiphosphat Na₂H₂P₂O₇ ist im Backpulver von Oetker auch noch drin.

Grüße
Martin

Hallo zusammen,

wegen der vielen Zutaten im normalen Backpulver hatte ich mich auch schon gewundert, die Liste ist lang. Die unzähligen Produktbezeichungen die Manferd hier oben nannte, finden sich beispielsweise im Wikipediaartikel für Natriumhydrogencarbonat (https://de.wikipedia.org/wiki/Natriumhydrogencarbonat).

Viele Grüße,
Marcel

Hallo an alle,
auch ich bin einer der Glücklichen die eine Probe von Anne bekommen haben. Dafür nochmals herzlichen Dank.
Die hier von euch gezeigten Fotos eurer Funde finde ich super, daher versuche ich es auch immer wieder einmal.
Da ich sehr wenig Erfahrungen mit Diatomeen habe habe ich mich mehr nach dem Youtube Video gerichtet.
Aber wohl den Fehler gemacht die Probe mechanisch zu zerkleinern  :-[ , allerdings übe ich mit Kleinstmengen.
Während des dekantierens habe ich immer mal den Bodensatz unter die Optik gebracht und gestaunt, sooooviele Diatomeen.
Nun habe ich den ersten Tropfen auf der Wärmebank eingetrocknet und in Malinol eingeschlossen, leider habe ich außer etwas Hydromatrix nichts anderes.
Ich fand viel Bruch, beim durchmustern nur wenige scheinbar unbeschädigte Exemplare. Das im Anhang gezeigte Exemplar schien mir groß genug für einen brauchbaren Stack ( 45 Einzelbilder mit Helicon Focus). Scheinbar hat diese Art einen Kranz aus  gebogenen"Dornen" die schräg nach oben stehen, nur eine blieb an ihrem Platz. Ein Bestimmung traue ich mir nicht zu.
Aufnahme bei schiefer Beleuchtung mit dem Olympus DPlan 40/0.65 Durchmesser 150µm.

Grüße an alle Klaus Wohlgemuth

Hallo Klaus,

Dein Foto zeigt eine schöne Auflösung, aber das Stacking bügelt diese Diatomee total flach. Diese Felder liegen in zwei Ebenen, was meinem Empfinden nach gerade ihren Reiz ausmacht. Dieser Eindruck ist leider verloren gegangen.

LG
Manfred

Hallo zusammen,



@Klaus:  Versuch mal deine Beleuchtung zur Hälfte abzudecken, das hast du eine Art schiefe Beleuchtung. Oft reicht es auch schon Finger durch den Strahlengang zu bewegen um Objekte
3 dimensional wirken zu lassen.  Das alles nur wenn es bei deinem Mikroskop geht.



@All

Ich habe hier ein unbekanntes Objekt. Keine Ahnung wozu es gehört. Es sieht aus wie ein zerbrochenes Trinkglas.
Bestimmung wird wohl kaum möglich sein.  Ich zeige es trotzdem mal.


Gruss

Michael

Hallo Manfred,

kann es sein, dass Du Soda und Natron verwechselst? Du schreibst es ist wichtig Soda zu verwenden. Weiter schreibst Du, Du hast Kaiser Natron besorgt. Da ist kein Soda drin.

Hallo Harald,

ich bin kein Chemiker, aber Soda ist Natriumkarbonat, Backsoda Natriumhydrogenkarbonat und Natron ist auch Natriumhydrogenkarbonat. Ich lasse mich aber gerne belehren.

LG
Manfred

Hello,
Today I found this very "spiky" diatom. Fotographed through a 100/1,25 CZJ planachromate.

The image is a stack of 24 photos. It is the first time that I used the software "Stacky" from our forums member Bend (bewie).
Carsten

Hello Carsten,

that could be Xanthiopyxis (norwegica?). I found a similar one, Xanthiopyxis oblonga in my strew.

Marcel

Hallo zusammen!


So, nach etwas Testen mit anderer Kieselerde,habe ich nun mit einer kleinen Menge des Dunkirk-Materials von vorne begonnen.

1 Teil Wasserstoffperoxid 30%

1 Prise Natriumhydrogencarbonat

4 Teile Aqua dest.


Es prickelt hörbar seit 30 Minuten, kleine verdickte Klumpen steigen im Becherglas immer wieder auf und zerfallen zischend.

Der pH-Wert der Suspension ist momentan ca. 9,5.

Kommentare von Euch sind bitte herzlich willkommen.

Es prickelt und prickelt ... :) ;)

Liebe Grüße

Jakob

---

Hello everyone!


So, after some testing with other silica,I have now started again with a small amount of the Dunkirk material.

1 part hydrogen peroxide 30%

1 pinch sodium hydrogen carbonate

4 parts distilled water


It has been tingling audibly for 30 minutes, small thickened lumps keep rising in the beaker and disintegrating with a hiss.

The pH value of the suspension is currently about 9.5.

Comments from you are very welcome.

It tingles and tingles  :) ;)

Kind regards

Jakob

Lieber Jakob,
das hört sich gut an.
Generell würde ich eine Menge von ca. 1/2 Teelöffel bearbeiten. Ich habe allen soviel geschickt, dass einige Fehlversuche kein Problem sind.
Die Gefrierzyklen im Vorfeld sind hilfreich.
Dafür würde ich den 1/2 Teelöffel auf ca. 50ml auffüllen.
Auch weiterhin würde ich im Bereich von ca. 50-100ml für diese Menge arbeiten. Dein Peroxid hast Du stark verdünnt. Bezüglich Sicherheit ist das ok, bezüglich Wirkung wäre ich bei 20-30% geblieben.
Alle Chemikalien die man einbringt, muss man auch wieder komplett auswaschen! Das ist wichtig!
Bei dieser Probe ist es vor allem wichtig, die durch die Reinigung gelösten Feinteilchen loszuwerden. Das kann durch Sedimentieren geschehen, gleichzeitig wird die Probe gut gewaschen, oder durch Sieben.
Viel Erfolg!
Anne

Moin Manfred,

so ist es  ;), aber Soda ist eben kein Backsoda  :). Du schreibst es sei wichtig Soda zu verwenden und kaufst dann Natron (Backsoda).
Aber das geht offenbar auch. Mich würde interessieren ob in der Reinigungswirkung ein Unterschied besteht. Hat das mal jemand ausprobiert? Ich habe bis jetzt Soda (Natriumcarbonat) verwendet, das funktioniert recht gut. Wenn Natron besser ist, würde ich natürlich
in Zukunft dies verwenden.

Hallo,

Bei dieser dürfte es sich um eine "Euodia Brightwelli ralfs" handeln wenn ich von der gezeigten Tafel vom Anfang ausgehe.
Wieder mit dem 40X Objektiv, schräg gestellte trockene Diatomee.


Gruss
Michael

Hallo zusammen,
durch fachkundige Hilfe aus dem Hintergrund konnte ich das Rätsel um die Diatomee von Siegfried mit den Querlinien teilweise lösen.
Es könnte sich Trossulus elegantulus (Grove & Sturt) Ross & Sims 2002 handeln, oder eine sehr ähnliche Form.
In dem dazugehörigen Paper sieht man auch, dass es keine Querlinien gibt anhand von REM Aufnahmen. Ich schicke morgen noch eine Probe an unseren Bernd, evtl. findet er ein Exemplar und kann uns noch REM-Bilder liefern.

http://symbiont.ansp.org/dntf/details.php?id=063339

lg
anne

Lieber Siegfried, Anne

da nähern wir uns sicher an, ich habe folgende Vermutung:
Actinoptychus Millsii Cheneviwere 1934, oder ähnlich...
http://symbiont.ansp.org/dntf/gallery.php?g=Actinoptychus
dieser fund ist aber von Kamichev...
ich finde dass ist ein toller faden! danke Anne/Bob fürs Initiieren.

Gruss Martin

we are certainly getting closer, I have the following guess:
Actinoptychus millsii Cheneviwere 1934, or similar....
http://symbiont.ansp.org/dntf/gallery.php?g=Actinoptychus
but this find is from Kamichev...
I think this is a great thread! Thanks Anne/Bob for initiating it.

Greetings Martin

Hallo Martin,
ich danke Dir!
ich wusste doch ich habe sie schon gesehen!
das passt natürlich viel besser, vor allem auch zum Randbereich, der sonst immer und bei allen Exemplaren gleich ausgebrochen wäre..., das wäre schon seltsam. Und, vor allem, es sind auch die Querlinien abgebildet!
Super, ich versuche das noch zu "verifizieren" ;)
lg
anne

Hallo Martín,
ich habe schon Informationen bekommen. Das Problem sind die 30Millionen Jahre die dazwischen liegen. Es wäre unwahrscheinlich, dass eine Form sich über einen so langen Zeitraum nicht verändert. Evtl. eine sehr ähnliche aber noch nicht beschriebene Form. Ich bleibe dran.
lg
Anne

Hallo zusammen,

das Auffinden der richtigen Bezeichung der Diatomee finde ich, als Anfänger, wirklich spannend.
Macht es eigentlich einen Unterschied ob die Anzahl der Achsen verschieden ist? Die Diatomee die Siegfried gezeigt hat, besitzt ja acht Hauptradien (bzw. 4 durchgehende Achsen). Actinoptychus Millsii hingegen besitzt drei (bzw. 6 durchgehende Achsen). Kann man davon ausgehen, dass es sich hier bei beiden um Actinoptychus handelt jedoch nicht um Millsii?
Danke für jegliche Aufklärung.

Beste Grüße,
Marcel
 

Liebe Anne,lieber Martin
Zuerst meinen herzlichen Dank an Anne, die hartnäckig am Thema drangeblieben ist und bleibt. Hier zeigt sich die wahre Leidenschaft, welche ich bewundere.
Und Martin, du trägst mit deinem Fachwissen zu weiterm Erkenntnisgewinn bei. Danke.
Ich recherchiere auch weiter.
Ganz so nebenbei habe ich festgestellt, daß auf Martin's Bild und auf dem meinigen, diese Diatomee mit 5 gekennzeichnet ist.
(ist natürlich nur Zufall)  ;)
   Gruß von Siegfried

Hallo Marcel

ja die Bestimmung ist auch ein sehr spanneder Teil
die Wahrnehmung kann geschärft werden und die Einbettung in weitere Fakten sind möglich.
Das mit den Achsen ist eine gute Frage, als Tendenz würde ich sagen, dass eine formale
Verwandschaft immer ein Indiz für eine verwandte Gruppe ist, auch mit mehr Achsen.
Vielleicht ist es aber auch 'nur' ein Weg zur definitiven Bestimmung.
Die Species entwickelt sich auch weiter und es gibt auch immer Varianten die als 'Fehler'
mehr Achsen produzieren.
Die wissenschaftliche Nomenklatur ist schluss-endlich ein Gerüst, dass über die Realität
gestülpt wird und mehr oder weniger gut passt und sich historisch bei neuen Erkenntnissen auch verändert/optimiert.
Über den Passfaktor könnte man sich unendlich streiten...
Gruss Martin

Hallo in die Runde,
auch ich möchte mich herzlich bei Anne für die Probe bedanken.
Da das Diatomit sehr rein ist, habe ich auch die Methode mit Wasserstoffperoxid zum reinigen verwendet.
30 Minuten ohne Vorbehandlung in 20 ml 30% H2O2 mit 3 Tropfen konz. Sodalösung gekocht.
Nach dem Abkühlen die feine Fraktion mit einem 45µm Sieb entfernt.
Anbei ein Bild einer Mastogonia crux die eher selten in der Probe zu finden ist.

LG Rene

Zitat von: anne in März 05, 2023, 08:56:11 VORMITTAG
Lieber Jakob,
das hört sich gut an.
Generell würde ich eine Menge von ca. 1/2 Teelöffel bearbeiten. Ich habe allen soviel geschickt, dass einige Fehlversuche kein Problem sind.
Die Gefrierzyklen im Vorfeld sind hilfreich.
Dafür würde ich den 1/2 Teelöffel auf ca. 50ml auffüllen.
Auch weiterhin würde ich im Bereich von ca. 50-100ml für diese Menge arbeiten. Dein Peroxid hast Du stark verdünnt. Bezüglich Sicherheit ist das ok, bezüglich Wirkung wäre ich bei 20-30% geblieben.
Alle Chemikalien die man einbringt, muss man auch wieder komplett auswaschen! Das ist wichtig!
Bei dieser Probe ist es vor allem wichtig, die durch die Reinigung gelösten Feinteilchen loszuwerden. Das kann durch Sedimentieren geschehen, gleichzeitig wird die Probe gut gewaschen, oder durch Sieben.
Viel Erfolg!
Anne

Hallo Anne!

Danke Dir sehr für Deine Hinweise.

Leider ist es momentan so, dass ich etwas ratlos bin.

Beim Dekantieren verwirft man den Bodensatz im Glas, oder?

Nach einmaligen solchen sind in der Flüssigkeit fast nur mehr Fragmente zu sehen.

Was meinst Du bitte, Anne? Hab ich zu lang gewartet und auch die ,,interessanten" ganzen Exemplare  sind im Sediment gelandet?

Liebe Grüße

Jakob

Hallo Jakob,
beim Dekantieren verwirft man, zur Sicherheit erst in ein Gefäß, die Flüssigkeit mit dem Feinanteil, der langsamer absinkt als die Diatomeen und der Sand. Später kannst Du noch versuchen die Diatomeen von dem sehr geringen Sandanteil zu trennen in dem Du es umgekehrt machst.
lg
Anne

I would suggest that you do not throw any liquid away at first. Instead pour it into a large container to let it settle overnight. Many small forms are sometimes found in this sediment.
Bill

Lieber Jakob,
Bill hat natürlich recht, besonders als "Anfänger" solltest du immer alles aufbewahren und vor allem unter dem Mikroskop prüfen, bevor Du es verwirfst.
Mein Freund Nigel Charles saget immer so schön, "be careful, do not throw out the baby with the bath water".
lg
anne

Hallo Martin,
herzlichen Dank für Deine ausführliche Rückmeldung.
Ich stimme Dir vollkommen zu, die Wahrnehmung wird ungemein geschärft und auch die Beobachtungsweise durch das Mikroskop ändert sich mit der Zeit grundlegend.
Leider ertappe ich mich öfters, dass ich Diatomeen im Streupräparat übersehe obwohl ich an der Stelle schon mehrfach durchgeschaut habe.
Die Klassifizierung ist dann ein weiteres Thema welches ebenfalls Übung benötigt.
Viele Grüße,
Marcel

Hi Marcel,

I regularly missed "obvious" diatoms when I first started searching strews to pick out forms for arranging - often only noticing them on the 3rd or 4th complete search of a small strew. The eye is very easily distracted by large, high-contrast, sharply-focussed forms which catch your attention and make your eye skip over nearby forms that may be slightly out of focus, or more transparent, or tiny etc. Even when it's the first time you've had that kind of diatom in the field of view. It helps to use a good x-y stage, search slowly in overlapping rows or columns, stop moving to examine each field of view, and use fairly sparse strews - but your eyes can still be distracted as described.

One way I found to reduce these distractions is to search with the condenser diaphragm closed down much more than you would use for normal viewing. It's not as pretty to see with small diffraction fringes around everything, but it tends to make everything have more consistent contrast, brightness and sharpness, so you're less likely to be distracted by "stand-out" shapes and accidentally skip over the subtle ones.

Once you've searched a few strews and have a "feel" for what's in the material, you start to naturally ignore (or not notice) the common species anyway - so it gets a bit easier to spot new things as the search session progresses. But then you start to miss new species that look "like" the common ones instead...! Time to open the condenser a little more and rack focus through each field of view, paying attention to details over shape.

It is said that it takes 10,000 hours of practice to truly master anything. In this case - I believe that's absolutely true :)

Zitat von: anne in März 05, 2023, 13:55:05 NACHMITTAGS
Hallo Jakob,
beim Dekantieren verwirft man, zur Sicherheit erst in ein Gefäß, die Flüssigkeit mit dem Feinanteil, der langsamer absinkt als die Diatomeen und der Sand. Später kannst Du noch versuchen die Diatomeen von dem sehr geringen Sandanteil zu trennen in dem Du es umgekehrt machst.
lg
Anne

Zitat von: anne in März 05, 2023, 13:55:05 NACHMITTAGS
Hallo Jakob,
beim Dekantieren verwirft man, zur Sicherheit erst in ein Gefäß, die Flüssigkeit mit dem Feinanteil, der langsamer absinkt als die Diatomeen und der Sand. Später kannst Du noch versuchen die Diatomeen von dem sehr geringen Sandanteil zu trennen in dem Du es umgekehrt machst.
lg
Anne

Vielen Dank für Eure Hinweise, Anne und Bill!


Ich fasse bitte zusammen, um ganz sicher zu sein:

Im Sediment sammeln sich die gewünschten Exemplare von Diatomeen.

Das Sediment ist also der Anteil beim Dekantieren, in dem sich diese Exemplare fortwährend immer mehr konzentrieren. Dieser Anteil ist primär für das Mikroskopieren von Interesse.

Die darüber befindliche Flüssigkeit wird abgegossen aber man sollte sie aufheben.

Liebe Grüße und Dankeschön

Jakob

---

Thank you very much for your advice, Anne and Bill!


I'll summarise, please, to be quite sure:

The sediment is where the desired specimens of diatoms collect.

The sediment is therefore the part of the decanting process in which these specimens continually concentrate more and more. This part is primarily of interest for microscopy.

The liquid on top is poured off, but you should keep it.

Kind regards and thank you

Jakob

Hallo Jakob,
schlussendlich geht es darum den Schmutz und Feinanteil (<20µm)von den Diatomeen zu trennen. Außerdem können die Diatomeen in Fraktionen getrennt werden.
Ist der Schmutz z.B. Sand, so kann er durch die höhere Dichte über Sedimentieren abgetrennt werden. Handelt es sich um Feinteile wir Ton oder feine Bruchstücke, so kann es über Dekantieren abgetrennt werden, da diese Teilchen länger in der Schwebe bleiben als die Diatomeen.
Es gibt auch die Uhrglas Methode in dem man die Flüssigkeit mit allem drin rund schwenkt, der Sand sollte sich dann in der Mitte sammeln, die Diatomeen als "Wolken" drum herum schweben. Allerdings sammeln sich auch große Diatomeen in der Mitte, für mich war diese Methode nie geeignet.
Mein wichtigstes Werkzeug ist ein einfaches Mikroskop auf dem Tisch an dem ich reinige um ständig zu kontrollieren. Ein 10er oder 20er Objektiv reicht da aus.
Als Anfänger solltest Du alles was Du abtrennst mit dem Mikroskop gut kontrollieren bevor Du es verwirfst. Auch die Fraktion unter 20µm kann hochinteressante Diatomeen enthalten, jedoch braucht man auch ein leistungsfähiges Mikroskop um diese dann sehen zu können bzw. darstellen zu können. Ich hoffe ich konnte Deine Frage damit beantworten. Noch eine letzte Anmerkung, jede fossile Probe ist anders, also gibt es nur ein paar Schritte die für jede Probe gelten, der Rest muss dann beim Reinigen entschieden werden. Jede probe ein neues Abenteuer!

Finally, the aim is to separate the dirt and fine particles (<20µm) from the diatoms. In addition, the diatoms can be separated into fractions.
If the dirt is sand, for example, it can be separated by sedimentation due to its higher density. If it is fine particles such as clay or fine fragments, it can be separated by decantation, as these particles remain in suspension longer than the diatoms.
There is also the watch glass method in which the liquid with everything in it is swirled around, the sand should then collect in the middle, the diatoms float around it as "clouds". However, large diatoms also collect in the middle, so this method was never suitable for me.
My most important tool is a simple microscope on the table where I clean to constantly check. A 10x or 20x  objective is sufficient.
As a beginner you should check everything you seperate with the microscope before you discard it. Even the fraction below 20µm can contain highly interesting diatoms, but you also need a powerful microscope to be able to see or display them. I hope I was able to answer your question.
One last note, each fossil sample is different, so there are only a few steps that apply to each sample, the rest must be decided when cleaning. Every sample is a new adventure!

anne

Zitat von: anne in März 06, 2023, 08:13:27 VORMITTAG
Hallo Jakob,
schlussendlich geht es darum den Schmutz und Feinanteil (<20µm)von den Diatomeen zu trennen. Außerdem können die Diatomeen in Fraktionen getrennt werden.
Ist der Schmutz z.B. Sand, so kann er durch die höhere Dichte über Sedimentieren abgetrennt werden. Handelt es sich um Feinteile wir Ton oder feine Bruchstücke, so kann es über Dekantieren abgetrennt werden, da diese Teilchen länger in der Schwebe bleiben als die Diatomeen.
Es gibt auch die Uhrglas Methode in dem man die Flüssigkeit mit allem drin rund schwenkt, der Sand sollte sich dann in der Mitte sammeln, die Diatomeen als "Wolken" drum herum schweben. Allerdings sammeln sich auch große Diatomeen in der Mitte, für mich war diese Methode nie geeignet.
Mein wichtigstes Werkzeug ist ein einfaches Mikroskop auf dem Tisch an dem ich reinige um ständig zu kontrollieren. Ein 10er oder 20er Objektiv reicht da aus.
Als Anfänger solltest Du alles was Du abtrennst mit dem Mikroskop gut kontrollieren bevor Du es verwirfst. Auch die Fraktion unter 20µm kann hochinteressante Diatomeen enthalten, jedoch braucht man auch ein leistungsfähiges Mikroskop um diese dann sehen zu können bzw. darstellen zu können. Ich hoffe ich konnte Deine Frage damit beantworten. Noch eine letzte Anmerkung, jede fossile Probe ist anders, also gibt es nur ein paar Schritte die für jede Probe gelten, der Rest muss dann beim Reinigen entschieden werden. Jede probe ein neues Abenteuer!

Finally, the aim is to separate the dirt and fine particles (<20µm) from the diatoms. In addition, the diatoms can be separated into fractions.
If the dirt is sand, for example, it can be separated by sedimentation due to its higher density. If it is fine particles such as clay or fine fragments, it can be separated by decantation, as these particles remain in suspension longer than the diatoms.
There is also the watch glass method in which the liquid with everything in it is swirled around, the sand should then collect in the middle, the diatoms float around it as "clouds". However, large diatoms also collect in the middle, so this method was never suitable for me.
My most important tool is a simple microscope on the table where I clean to constantly check. A 10x or 20x  objective is sufficient.
As a beginner you should check everything you seperate with the microscope before you discard it. Even the fraction below 20µm can contain highly interesting diatoms, but you also need a powerful microscope to be able to see or display them. I hope I was able to answer your question.
One last note, each fossil sample is different, so there are only a few steps that apply to each sample, the rest must be decided when cleaning. Every sample is a new adventure!

anne

Hallo Anne,

besten Dank für Deine hilfreichen Anmerkungen. Ich habe nun einen zweiten Anlauf genommen und etwa einen Teelöffel an Diatomeen-Material mit Wasserstoffperoxid 30% und einem anderen Backpulver (,,Natron", eine Eigenmarke der Supermarktkette ,,Spar"  ;) ) angesetzt (kräftige Prise), das laut Produktdeklaration nur Natriumhydrogencarbonat (E 500) enthält bzw. ist.

Der erste Durchgang (dazu unten noch eine Anmerkung) lieferte ein nahezu schneeweißes Sediment. Eine kleine Probe zeigte unzählig viele Formen. Unglaublich beeindruckend mit einem 25 × - und einem 40 × Objektiv anzusehen. Sicherheitshalber habe ich 24 × 50 mm Deckgläser verwendet und eine minimale Menge, denn die Lösung hat es in sich ...

Momentan überlege ich, wie ich den Sand loswerde. Falls Du mir diesbezüglich bitte einen Tipp geben könntest, Anne, welches Set an Filtern hier evtl. nützlich wäre, könnte ich diese bestellen.

Wäre eine Laborzentrifuge (auch) für die Sandtrennung nützlich? Die China made Dinger sind ja (ca. ab 70 Euro) nicht wirklich teuer, es ist nur die Frage, ob diese zumindest nicht beim allerersten Gebrauch einem um die Ohren fliegen   ;) :).

Zur Reaktion: Gerade jetzt (und das ist der zweite Durchgang) kocht die Suspension nach über einer Stunde nach dem Ansetzen sprudelnd und brennheiß von selbst etwa eine Minute auf. Wäre interessant, was diese massive, späte exotherme Reaktion bewirkt. Eigentlich sollte sich Natriumpercarbonat und etwas H₂O bilden, aber sicher bin ich mir da  wirklich nicht. Jedenfalls ist es gut, das Probengefäß in einem größeren, hitzefestesten Behälter zu stellen, denn übersprudelndes kochend heißes H₂O₂ kann unangenehm werden.

Ach ja: Nach dem kurzen ,,von selbst Aufkochen" ist das Sediment nun abermals reinweiß und die darüber liegend Flüssigkeitsschicht nur sehr schwach getrübt bzw. nahezu klar .... Es bilden sich auch keine Bläschen mehr. Der pH-Wert der Flüssigkeit ist 10.

Liebe Grüße und ein Dankeschön nochmals

Jakob

---

Hello Anne,

thank you very much for your helpful comments. I have now made a second attempt and mixed about a teaspoon of diatom material with hydrogen peroxide 30% and another baking powder ("sodium bicarbonate", a private label of the supermarket chain "Spar" ;) ) which, according to the product declaration, only contains or is sodium hydrogen carbonate (E 500).

The first run (see below for a note) produced an almost snow-white sediment. A small sample showed countless shapes. Incredibly impressive to look at with a 25 × and a 40 × lens. To be on the safe side, I used 24 × 50 mm coverslips and a minimal amount, because the solution has it all ...

At the moment I am thinking about how to get rid of the sand. If you could please give me some advice on this, Anne, which set of filters might be useful here, I could order them.

Would a laboratory centrifuge (also) be useful for separating sand? The China made things are not really expensive (from about 70 euros), it's just a question of whether they won't blow up in your face the very first time you use them ;). :).

About the reaction: Right now (and this is the second run) the suspension boils up by itself for about a minute, bubbling and burning hot, after more than an hour after it was put on. Would be interesting to know what causes this massive, late exothermic reaction. Actually, sodium percarbonate and some H₂O should form, but I'm really not sure. Anyway, it's good to put the sample vessel in a larger, heatproof container, because bubbling over boiling hot H₂O₂ can get nasty.

Remarkable: After the short "self-boiling", the sediment is now once again pure white and the layer of liquid above it is only very slightly cloudy or almost clear ..... No more bubbles form. The pH value of the liquid is 10.

Kind regards and thanks again

Jakob

Moin,

leider hat sich keiner zu meiner Frage, ob Natriumcarbonat (Soda) oder Natriumbicarbonat (Natron) besser zur Diatomeenreinigung geeignet ist, geäusert. Hat es denn keiner ausprobiert oder ist es egal?

Lieber Jakob,
den Sand bekommst Du nur durch Sedimentieren abgetrennt. Er ist ja schwerer wie die Diatomeen. Meist hat der Sand in etwa die gleiche Größe  wie die Diatomeen und ist nicht extrem viel kleiner. Daher kann er nicht abgesiebt werden.
Zentrifuge habe ich auch, eine einfache Handzentrifuge. Nutze ich aber nicht, da ich denke es schadet den Schalen. Es gibt aber sicher auch Leute die eine Zentrifuge für Diatomeen nutzen.
Siebe sind für den Kauf oder die eigene Herstellung ein großes Thema, wurde hier schon mehrfach im Forum besprochen. Richtig gute Siebe sind sehr teuer, man findet im Netz unter Analysensieb oder Plankton Sieb manchmal auch günstige Varianten.
Ich habe unterschiedliche Maschenweiten. Empfehlenswert ist ein 20µm Sieb und evtl. ein 100µm oder 70µm Sieb für den Anfang. Mit dem 20er kannst Du den Feinanteil abtrennen mit dem 100er/70er die großen Schalen. Kleiner als 20µm macht wenig Sinn, es läuft nichts mehr durch.
Dies alles geht aber auch mit geduldigem Dekantieren und Sedimentieren.
Und wie sagt man so schön, viele Wege führen nach Rom, sicherlich gibt es auch noch andere Wege.
anne


Dear Jakob,
You can only get rid of the sand by sedimentation. It is heavier than the diatoms. Usually the sand is about the same size as the diatoms and not extremely smaller. Therefore, it cannot be sieved off.
I also have a centrifuge, a simple hand centrifuge. But I don't use it because I think it damages the diatoms. But I'm sure there are also people who use a centrifuge for diatoms.
Sieves are a big issue for buying or making your own, and have been discussed here several times in the forum. Really good sieves are very expensive, but you can sometimes find inexpensive versions on the net under Analysis sieve or Plankton sieve.
I have different mesh sizes. I recommend a 20µm sieve and maybe a 100µm or 70µm sieve for the beginning. With the 20µm sieve you can separate the fines and with the 100µm/70µm sieve the large diatoms. Smaller than 20µm makes little sense, nothing will run through.
But all this can also be done with patient decanting and sedimentation.
And as they say, many roads lead to Rome, surely there are other ways.
anne

Hallo Harald,
ich habe es nicht ausprobiert. Daher kann ich Dir leider keine Antwort geben.
lg
anne

Zitat von: Dr. Jekyll in März 07, 2023, 07:44:26 VORMITTAG
Moin,

leider hat sich keiner zu meiner Frage, ob Natriumcarbonat (Soda) oder Natriumbicarbonat (Natron) besser zur Diatomeenreinigung geeignet ist, geäusert. Hat es denn keiner ausprobiert oder ist es egal?

Guten Morgen Harald,

ich probiere es demnächst aus und werde dann hier meine Eindrücke schildern. Allerdings mache ich das als Anfänger in diesem Gebiet nicht mit dem Dunkirk-Material, denn zum Testen wäre das Verschwendung eines Materials, das man eben nicht gerade leicht bekommt, meine ich.


Ich wollte eigentlich gerade etwas Kieselerde vom Schollener See bestellen (eben zum Ausprobieren der Reinigungsmethoden), aber die Webseite des Betriebs ist momentan nicht aufrufbar. Vielleicht probiere auf gut Glück Material aus einer Apotheke. Das könnte allerdings vorbehandelt sein ...

Mal sehen ...

Ich melde mich.

Beste Grüße

Jakob

Hallo Jakob,

vom Schollener See bekommst Du keine Kieselerde, sonder Pelose Heilschlamm.
Der ist reich an Diatomeen. Natürlich eine andere Methode zur Aufarbeitung als das Dunkirk-Material.

Gib doch im Internet einfach mal Pelose-Heilschlamm ein. das wirst Du fündig, allerdings nicht unter 2kg.

Herzliche Grüße
Herbert

Hello Steve,

your valuable input is much appreciated. Thank you very much! It helps a lot finding or rather getting a feeling for these diatoms that escapes from the view while getting distracted by other ones which are more "interesting".
Yesterday I had an immediate success using your mentioned trick with the closed down aperture diaphragm with a low power objective.
It was a combination of even contrast level and an increased depth of field that helped to find a diatom: A Chaetoceros pliocenum Brun (Nottingham table row 8 number 28-29 that Anne kindly posted earlier in this thread) was hiding behind fragments of other diatoms. Needless to say how many times I scanned that area without even doubting the existence of a diatom in that spot. Please feel free to have a look at the short video that explains what I mean:

https://vimeo.com/805372706 (https://vimeo.com/805372706)

Hallo Jakob,

Pelose habe ich hier noch in in rauen Mengen vorhanden, da kann ich Dir eine gute Menge gerne kostenlos zusenden. Wie jedoch Herbert schon anmerkte, die Aufarbeitung unterscheidet sich wesentlich zu der Methode der Dunkirk-Probe. Ich empfinde Letztere als wesenlicht einfacher zu reinigen.


Viele Grüße,
Marcel

Hello Harald,

Sodium bicarbonate is a much milder base and heating a solution of sodium bicarbonate will slowly change it into part sodium carbonate. Heating a solution of 0.5 teaspoon in 500mL of water for one or two hours will usually do the job. But sometimes you need to repeat the procedure a few times for difficult samples.

Sodium carbonate is a much more powerful base and GREAT CARE must be used with the amount of base added to the solution or you will dissolve the forms!  Anne has suggested adding only a few crystals of sodium carbonate to your solution. I only use sodium bicarbonate.

Best regards,
Bill

Hallo Jakob,

ich kann Dir gerne Material von Uljanowsk zukommen lassen. Dies ist fein-pulvrig und benötigt keine Gefrierzyklen. Es gibt keine so großen Formen darin, aber es ist nicht uninteressant.

LG
Manfred

Hello Bill,
thanks for the info. Then I will try it with sodium bicarbonate. So far I have only used sodium carbonate. That has actually worked quite well. Whether diatoms have already dissolved, I can unfortunately not control. When I get to it, I'll make a comparison.

Hallo Anne, hallo Jakob,

ich besorge mir mal Natron und mache auch einen Vergleich der Reinigungsergebnisse und werde berichten.

Hallo Jakob,
Du müsstest ja auch die zweite Probe von Schottland, von der Insel Skye bekommen haben.
Daran kann man auch gut üben. Pelose gehört nicht gerade zu den einfachen Proben bei der Reinigung.
Es dürfte kein Problem darstellen, insbesondere aufgrund der hohen Resonanz, ein solches Projekt ein weiteres Mal mit einem anderen interessanten Diatomit anzustoßen.
Noch sind wir ja aber mitten in der Dunkirk Probe....
lg
anne

Hallo zusammen
Wie Anne eben sagte, sind wir ja mitten in der Dunkirk Probe.
Ich hatte ja auch einen kleinen Teil mit der Backpulvermethode aufbereitet und dann noch zusätzlich mit Wasserstoffperoxid +ein paar Krümel Diphosphat gekocht.
Und oft dekandiert. Die Diatomeen wurden ganz gut sauber. Hier eine Dossetia hyalina, welche ich heute neu gefunden habe.
Meine anderen Funde habe ich ja schon teilweise gezeigt. Diese Aufbereitung kommt jetzt erst einmal in Behältnisse. Ich versuche mich nun mit einer anderen Aufbereitung
von einem Teil der Probe.
     Gruß von Siegfried
PS: Mir ist diese Diatomee besonders aufgefallen, da ein Zacken über dem Bruchstück liegt, ein anderer darunter.

Zitat von: cesarius in März 07, 2023, 11:06:11 VORMITTAG
...
Yesterday I had an immediate success using your mentioned trick with the closed down aperture diaphragm with a low power objective.
It was a combination of even contrast level and an increased depth of field that helped to find a diatom: A Chaetoceros pliocenum Brun (Nottingham table row 8 number 28-29 that Anne kindly posted earlier in this thread) was hiding behind fragments of other diatoms. Needless to say how many times I scanned that area without even doubting the existence of a diatom in that spot. Please feel free to have a look at the short video that explains what I mean:

https://vimeo.com/805372706 (https://vimeo.com/805372706)
...

Hello Marcel,

I really appreciate your feedback. It is pleasing to hear that you got a good result with the technique - especially so soon!
Thanks for the video clip too. It says so much more than words alone. A perfect example.

One thing leads to another. Your next trick is to find Chaetoceros sp. with all the spines intact. Good luck with that  :)

Cheers
Beats

Hallo Diatomeenfreunde,

nun konnte ich endlich einen ersten Teil meines Diatomits bearbeiten.
Ich ging etwas modifiziert nach Bills Anweisung vor: einfrieren mit etwas Wasser im Plastikbeutel über mehrere Zyklen.
Aufkochen der breiigen Masse, statt Backpulver fügte ich ich Natron zu. Die Kochzeiten reduzierte ich  auf 30min.
Vorsichtig in einen größeren Becher dekantiert, dies mehrmals wiederholt. Bodensatz belassen!

Nun mit etwas Spüli versehen und mit Wasser aufgefüllt, aufgekocht und wieder 30min köcheln lassen.
Abermals mehrmals in den gleichen Becher dekantiert, dabei den Bodensatz im Becher belassen.

Resultat: schöne, saubere Diatomeen in einer Vielzahl von Formen und Größen, etwas feines Beiwerk ist noch dabei.
Sollte Die mich mal stören, so werde ich entweder sieben oder noch mehrmals dekantieren.

Der Bodensatz des größeren Bechers enthält neben  feinen Beiwerk eine weitere Vielzahl an Diatomeen (wird natürlich aufbewahrt).

Die Bearbeitung machte mehr große Freude. Ich werde mich an weiteres Material wagen.

Nochmals meinen Dank an Anne, für die gute Idee und die Großzügigkeit.

Herzliche Grüße
Herbert

Zitat von: Herbert Dietrich in März 07, 2023, 10:49:03 VORMITTAG
Hallo Jakob,

vom Schollener See bekommst Du keine Kieselerde, sonder Pelose Heilschlamm.
Der ist reich an Diatomeen. Natürlich eine andere Methode zur Aufarbeitung als das Dunkirk-Material.

Gib doch im Internet einfach mal Pelose-Heilschlamm ein. das wirst Du fündig, allerdings nicht unter 2kg.

Herzliche Grüße
Herbert

Hallo Herbert,

ja, da hast Du natürlich recht. Auf Mikroskopiker ist der dortige Betrieb (die Seite funktioniert wieder) nicht eingestellt. Hätte mich auch gewundert.

Danke und liebe Grüße

Jakob

Zitat von: anne in März 07, 2023, 14:21:36 NACHMITTAGS
Hallo Jakob,
Du müsstest ja auch die zweite Probe von Schottland, von der Insel Skye bekommen haben.
Daran kann man auch gut üben. Pelose gehört nicht gerade zu den einfachen Proben bei der Reinigung.
Es dürfte kein Problem darstellen, insbesondere aufgrund der hohen Resonanz, ein solches Projekt ein weiteres Mal mit einem anderen interessanten Diatomit anzustoßen.
Noch sind wir ja aber mitten in der Dunkirk Probe....
lg
anne

Guten Morgen Anne,

ich danke Dir für den Hinweis von wegen zweiter Probe (die nicht beschriftete Tüte? – oder ich hab was übersehen ...). Das ist natürlich eine Option. Merci!

Und, liebe Anne, ich möchte Dir bitte gleichermaßen öffentlich wie auch unverhohlen ein dickes Danke sagen und bitte Dir gegenüber ebenso meine Anerkennung für Dein sympathisches, menschlich nettes, durchdachtes und sehr niveauvolles Engagement zum Thema Diatomeen ausdrücken!

Selbstverständlich ist damit Bill als gewissermaßen ,,neues Familienmitglied"  ;) :) hier bei uns ohne jegliche Abstriche ebenfalls angesprochen.

Mir macht diese Sache wirklich Freude. Viel Freude.

Liebe Grüße

Jakob

---

Good morning Anne,

Thank you for the hint about the second sample (the unlabelled bag? - or I missed something ...). That is of course an option. Merci!

And, dear Anne, I would like to say a big thank you to you, both publicly and undisguisedly, and please also express my appreciation for your sympathetic, humanly nice, well thought-out and very sophisticated commitment to the subject of diatoms!

It goes without saying that Bill, as a sort of "new family member" ;) :) is also addressed here with us, without any concessions whatsoever.

I really enjoy this thing. A lot of joy even.

Kind regards

Jakob

Sonst, bitte!

Besten Dank für Eure hilfsbereiten, freundlichen Angebote, mir Proben zukommen zu lassen. Ich sende Euch bitte  diesbezüglich bis spätestens morgen Mitteilungen.

Lieber Anne,

ich muß mich allen Dankenden für deine Probenzusendung anschließen. Das Material ist reinigungsmäßig und vom Erhaltungszustand der D. fantastisch, für Anfänger wie auch Fortgeschrittene.
Für mich ist es aktuell stereomikroskopisch ein Hochgenuß, einfach großes Kino!

Mit deinem Beitrag / Idee / super Probe hast du in meinen Augen dieses Forum kieselalgenmäßig wieder aufgefrischt und dabei bestimmt einige Foristen missioniert oder - wie mich vor Jahren - unrettbat süchtig gemacht ;) .

LG
Bernd 

 

Hallo in meiner immer noch nicht richtig gereinigten Probe fand ich heute zum ersten mal diese Diatomee. Sie stach durch ihre Form und Größe sofort ins Auge. Leider habe ich in Wasser beobachtet.
Liege ich richtig mit meiner Vermutung das es sich hier um Coscinodiscus Lewisianus handelt?
Sollte ich solche Fragen besser in der Rubrik "Bestimmungshilfe" einstellen?
VG und allen Mädels hier einen schönen Frauentag vom Klaus

Hello,

I found this interesting article about the arranging of diatoms:

http://photographyblog.rit.edu/wordpress/wp-content/uploads/2016/11/AlessandraSuchodolski_CapstoneResearchPaper.pdf (http://photographyblog.rit.edu/wordpress/wp-content/uploads/2016/11/AlessandraSuchodolski_CapstoneResearchPaper.pdf)

@Beatsy: I think the diamtom circle shown on the first page is your work? Really stunning!

Regards
Peter

Hallo Klaus,
ein toller Fund, die Diatomee ist nicht sehr häufig!

Hallo Peter,
danke für das Einstellen des links zur pdf.
Es stehen viele hilfreiche Informationen drin, es ist eine wunderbare Zusammenfassung, die einem Einsteiger einen guten Überblick über Methoden verschafft und dazu noch die herausragenden Diatomisten vorstellt.
Ich freue mich natürlich besonders das Steve Beats hier auch genannt wird.
Ich denke es ist wichtig zu betrachten, dass alleine die Technik des Legens zu erlernen noch nicht zu solchen besonderen Präparten führt. Es muss ein großes künstlerisches Talent vorhanden sein und Vorstellungskraft, damit diese besonderen für das Auge "gefälligen" Präparate entstehen.
Ich gebe zu, ich habe dieses Talent nicht, ich kann nur Reihen und kleine Kreise.
JaRo ist auch ein neuer Stern am Himmel, er hat ein unglaubliches Talent und den Blick um schöne Präparate zu erstellen.
lg
anne

Hello Anne and Peter,

thanks for your kind words. Yes, that is my first "serious" arrangement on the cover. I made and messed up many just-for-practice ones before that though (and failed with several afterwards).

I admit a little pride in being mentioned alongside my diatom heroes (Kemp, Moller, Daley et al), but also feel significant imposter syndrome because my skills are so shallow and narrow in scope compared to theirs. I'm conscious of "resting on my laurels" too, having made no large arrangements for 5 years or more. But that's changing. I kept on "doing diatoms" throughout that time and a strong urge to arrange them has returned.

Zitat von: Beatsy in März 09, 2023, 10:23:07 VORMITTAG
Hello Anne and Peter,

thanks for your kind words. Yes, that is my first "serious" arrangement on the cover. I made and messed up many just-for-practice ones before that though (and failed with several afterwards).

I admit a little pride in being mentioned alongside my diatom heroes (Kemp, Moller, Daley et al), but also feel significant imposter syndrome because my skills are so shallow and narrow in scope compared to theirs. I'm conscious of "resting on my laurels" too, having made no large arrangements for 5 years or more. But that's changing. I kept on "doing diatoms" throughout that time and a strong urge to arrange them has returned.

Hello Beatsy,
I also suffer badly from the imposter syndrome. I have not arranged a diatom in 15 years. It was only when I learned of the passing of Klaus Kemp last November from Anne (he died in May 2022) that I decided to get back into diatoms. It's my way of honoring and remembering Klaus. It still makes me very sad that I did not communicate with Klaus for the past 5 years. I know I have little artistic talent so I limit myself to rows and circles when making arrangements. I could never do the kinds of arrangements that Klaus did (or that you or Jan or others I know do). But I enjoy the "cooking" part (cleaning diatom samples) and I am a bulldog when it comes to finding diatomites. I am very much enjoying my time and interactions here.
Best regards to all,
Bill

Hello,
this evening I played again with the "Stacky-Software". Here is one result, a stack of 37 images.
Best regards,
Carsten

Moin,

ob zur Reinigung des Dunkirk-Diatomit Natriumkarbonat (Soda) oder Natriumdihydrogenkarbonat (Natron) verwendet wird, macht bei der von mir weiter oben beschriebenen Methode keinen Unterschied. Die Diatomeen werden jeweils gut sauber.
Ein Einfrieren und Auftauen ist offenbar nicht nötig. Das Material zerfällt auch so vollständig.

Hallo,

Heute mal weiteres Bild von einem Objekt dessen Bezeichnung ich nich gefunden habe.


LG
Michael

Hello,
I add three new images. I do the determination this evening.
Regards
Carsten

Hello,

Here the next Picture.  I Hope the Name "stephanopyxis diadema" is correct.



Greetings
Michael

Hello,
I want to add a link to a paper with Xanthiopyxis species.
Perhaps it helps.
https://bioone.org/journals/paleontological-research/volume-8/issue-4/prpsj.8.283/Fossil-marine-diatom-resting-spore-morpho-genus-Xanthiopyxis-Ehrenberg-in/10.2517/prpsj.8.283.full?fbclid=IwAR0pNZ2a-t0FJS36Renfk5rbNN4KCzcLP2lehpQEunqKOFd6fDCTFrKM2XY

lg
anne

Hello everyone,

Here is a picture of a Biddilphia. I don't know the exact name, as this one has more humps than the one shown in the diagram.
Maybe someone knows more.


Greeting
Michael

Hi Michael. Maybe B. elegantula. The number of humps varies. Largest I ever found was a 13-humper.

Hallo zusammen,

Hier das letzt Bild für Heute...

...eine  Mastogonia. Es ist das selbe Exemplar einmal in Draufsicht und einmal in Seitenansicht.


Gruss
Michael


Hello everyone,

Here is the last picture for today...

...a Mastogonia. It is the same example in top view and in side view.


Greeting
Michael

Hallo Michael
Schon interessante Ansichten. Gefällt mir.
   Gruß von Siegfried

Hallo Diatomeenfreunde
Meine 2.Aufbereitung dieser fantastischen Probe ist ja noch in Arbeit. Nun habe ich von der Ersten, wieder 2 Streupräparate angefertigt und neue Diatomeenformen gefunden.
Unter Anderem eine Goniothecium decoratum Brun, welche ich hier zeige. Einige Arten wie zB. Mastogonia oder Coscinodiscus Lewisianus sichtete ich noch nie, auch nicht als Bruchstücke.
Die Goniothecium decoratum Brun, heute mal etwas bunter, da mir nach erneutem Schneefall bei uns, danach war. (Ich will endlich Frühling)  ::)
Schönes Wochenende wünscht Siegfried

Hello diatom friends
my 2nd processing of this fantastic sample is still in progress. Now I have made from the first, again 2 scatter preparations and found new diatom forms.
Among others a Goniothecium decoratum Brun, which I show here. Some species like Mastogonia or Coscinodiscus Lewisianus I have never seen before, not even as fragments.
The Goniothecium decoratum Brun, today a little more colorful, because after another snowfall in our area, I felt like it. (I finally want spring) ::)
Have a nice weekend Siegfried

Translated with www.DeepL.com/Translator (free version)

Dear Michael and Siegfried,

You images are outstanding!

Bill

Hallo Siegfried,

Die hast du sehr schön ins Bild gesetzt !

Was die Mastogonia etc. angeht, sind die eigntlich recht häufig drin, mal grösser, mal kleiner.  Ich habe bis jetzt noch kein Präparat angefertigt. Ich gehe folgendermassen vor.
Mit einer neu zugelegten Mikroliterpipette nehme ich mit etwas Wasser mich den Diatomeen auf (200µl), träufele es auf ein OT und schaue es mir unter dem Stemi an. Dieses durchsuche
ich mit der Legeborste. Die Diatomeen, die von Interesse sind, fische ich mit der Legeborste heraus, ziehe die also aus dem Wasser, lasse diese trocknen und lege diese auf ein OT wo ein Kreis in der Mitte ist. So lässt es sich leicher unter dem Mikroskop finden. Dann werden davon Bilder gemacht.
Was die neue Pipette angeht bin ich sehr zufrieden damit, es geht kein Tropfen verloren!


Gruss
Michael



You have captured them very nicely!

As far as the Mastogonia etc. are concerned, they are actually quite common, sometimes bigger, sometimes smaller. I haven't made any preparation yet. I proceed as follows.
With a newly bought microliter pipette I take the diatoms with some water (200µl), drip it on a OT and look at it under the stem. Search this
me with the laying bristle. I fish out the diatoms that are of interest with the laying bristle, so pull them out of the water, let them dry and place them on a OT where there is a circle in the middle. This makes it easier to find under the microscope. Then pictures are taken of it.
As far as the new pipette is concerned, I am very satisfied with it, not a drop is lost!


Greeting
Michael

Hallo zusammen
Nun habe ich doch noch eine Mastogonia crux gefunden.
   Gruß von Siegfried

Hello,
and another stack with "Stacky", 45 images.

Carsten

Hello 

here the next. It´s a  big "Pleurosigma affine var. marylandicum"



Greetings
Michael

Hallo Michael
Die wirkt ja riesig. Gefällt mir. Das ist doch sicher mit Software vergrößert. wie bist du vorgegangen?
Welche Kamera? Welches Objektiv?
   Gruß von Siegfried

Hallo Siegfried,

Die ist tatsächlich so gross. Das ist mit dem 40er Objektiv gemacht. Da habe ich nichts nachvergrössert.
Im Okular ist die so  gerade noch im Bild, die Kamera schneidet etwas ab, sonst hätte ich auf jedem Bild schwarze Ecken, vom Objektiv.
Als Kamera verwende ich nach wie Vor die SVBONY SV205, weil die sich mit PC steuern lässt, Belichtungszeit, Kontrast Farbwert, etc.

Als Vergleich hänge ich ein Handy-Foto das ich am Stemi gemacht habe.


Gruss
Michael

Hallo Michael
Danke.
     Gruß von Siegfried

Hallo Michael,

Zitathere the next. It´s a  big "Pleurosigma affine var. marylandicum"

Dem Urteil von Siegfried schließe ich mich an! Das Bild ist wirklich großartig!
Die Fragen von Siegfried,

Zitat... wie bist du vorgegangen?
Welche Kamera? Welches Objektiv?

Hast Du ja beantwortet. Mir stellen sich weitere Fragen:
Die verwendete Kamera, ,,SVBONY SV205" kannte ich bisher nicht. Habe mich deshalb im IN ,,schlau gemacht". Danach ist das eine USB3, 8Mp ,,Astro-kamera", die vom Computer aus gesteuert werden kann. Klingt sehr interessant! (Den Preis, angeblich 100 €, kann ich kaum glauben!)
Wie hast Du die an welches Mikroskop angeschlossen?  (Ich vermute über einen ,,Trino-Ausgang")
Arbeitest Du mit ,,unendlich-Optik"?
M.E. müsste die Kamera auch an meinem ,,Ortholux 1"  mit Trino-Ausgang anschließbar sein.
Kannst Du ein Bild von Mikroskop mit angeschlossener ,, Astro-Kamera"  einstellen?
Gruß Carlos

Hallo,

Ja es ist eine Astrokamera aber die funktioniert am Mikroskop ebenfalls. Durch viel experimentieren mit verschiedenen Linsen aus meinem Fundus,  habe ich eine Zwischenlinse gefunden, die ein gutes Bild liefert. Diese stammt aus einer alten VHS-C Videokamera. Solche Objektive werfe ich nicht weg. Ich habe kein unendlich System, es ist immer noch das LOMO MBI 11.
Wenn ich ein neues kaufen sollte, dann ein Zeiss mit verschiedenen Kontrastverfahren. DIC am vorhandenem Lomo zu finden ist nicht einfach oder kaum möglich.
Der Adapter ist ein 3D Druckteil. Und ja, Gewinde sind auch druckbar...

Hier das Bild dazu.



Gruss
Michael

Hallo,

Ich habe hier wahrscheinlich ein Gürtelband einer Biddulphia. Ich kann  es nicht genau sagen, was oder wovon es ist.
Das Foto mit dem 40er Objektiv gemacht und mit Helicon Focus gestackt worden.


Gruss
Michael




Hello,

I have here probably a girdle of a Biddulphia. I can't tell exactly what or what it is.
The photo was taken with the 40 lens and stacked with Helicon Focus.


Greeting
Michael

Hallo,

Wenn man nachmittags am Mikroskop sitzt, kann man nicht wieder aufhören. Hier also ein weiteres Bild. Bitte entschuldigt es also wenn ich Bilder dazu stelle... 
Es ist eine Triceratium, aber diese ist auf dem Schaubild nicht zu finden.  Die Jahre sind nicht ganz spurlos an Ihr vorbei gegangen. Die hat eine recht gewellte Oberfläche.


Gruss
Michael



Hello,

When you're sitting at the microscope in the afternoon, you can't stop. So here is another picture. So please excuse me if I post pictures...
It is a triceratium, but it cannot be found on the diagram. The years have left their mark on her. It has a fairly wavy surface.


Greeting
Michael

Hi Michael, quite an impressive image. It looks like a Lithodesmium, with that proces in the middle.

Best wishes, René

Hallo zusammen
Heute bin ich nun fertig geworden mit meiner 2. Aufbereitung aus der herrlichen Probe Dunkirk Maryland, welche uns Bill zur Verfügung gestellt hat
und Anne dankenswerterweise hat zukommen lassen.
Die 2. Aufbereitung habe ich nach Annes Methode durchgeführt.
Ich bin mit dem Ergebnis sehr zufrieden. Aber ohne Fleiß kein Preis. Oft habe ich den Vorgang mit H2O2 plus ein paar Krümel Soda durchgeführt und noch öfter dekandiert,
mit verschiedenen Siebgrößen gearbeitet und immer dabei kontrolliert.
Habe 3 Streupräparate gemacht, siehe Fotos. Nun hats mich aber gepackt und ich will mich von Neuem am Legen versuchen.
   Gruß von Siegfried

Hello all
Today I have finished my 2nd processing from the wonderful sample Dunkirk Maryland, which Bill has made available to us.
and Anne was so kind to send us.
I did the 2nd processing according to Anne's method.
I am very pleased with the result. But no pain, no gain. Often I did the process with H2O2 plus a few crumbs of soda and decanted even more often,
worked with different sieve sizes and always controlled.
I made 3 scattering preparations, see photos. But now I'm hooked and I want to try again at laying.
   Greetings from Siegfried

Translated with www.DeepL.com/Translator (free version)

Hallo zusammen,

auch ich möchte mich bei Anne und Bill für die reichhaltige Diatomit-Probe nochmals herzlichst bedanken. Es ermöglicht für Anfänger wie mich in diesem spannenden Bereich der Mikroskopie wertvolle Methoden und Praxiswerte zu erproben.
Meine bisherigen Reinigungsversuche von Diatomeenerde waren weit weniger ergiebiger als es hier das Fall ist.
Bei der Reinigung habe ich mich an die Methode ,,schwache Chemikalien  +  lange Kochzeiten"  gehalten. Genauer gesagt habe ich H2O2 11,9% über 5~6std im Wasserbad bei ca. 90°C und geringste Menge Backpulver verwendet. Den PH-Wert habe ich dabei nicht überwacht.
Trotz der Tatsache, dass keine Zentrifuge im Einsatz war, fand ich in meinen Sedimenten keine großen Diatomeen sondern eher Fragmente hiervon. Vielleicht lag es auch daran, dass ich keine feste Probe durch Gefrieren und Auftauen genutzt hatte, sondern nur die bereits im Sachet vorhandene Puderform. Die festen Proben werde ich dann wohl bearbeiten sobald ich mehr Übung habe.
Bemüht habe ich mich bei der Recherche der genauen Bezeichnungen der Diatomeen. Meistens konnte ich diese in der Tafel finden, die Anne freundlicherweise am Anfang des Threads gepostet hatte. Die genaue Platzierung der Diatome in der Tafel habe ich in den Bildern eingefügt (R steht hier für Reihe).

Eine kleine Selektion der Funde füge ich mal bei.
Alle Bilder bis auf Grammatophora sind gestackt. Alle Aufnahmen wurden wahlweise mit den Reichert Objektive PL 40 IK und Fluor 63 Öl aufgenommen mittels DIC.

Translation:

Hello everyone,

I too would like to thank Anne and Bill again for the rich diatomite specimen. It allows beginners like me to try out valuable methods and practical values in this exciting area of microscopy.
My previous attempts at cleaning diatomite have been far less productive than is the case here.
For purification, I followed the "weak chemicals + long boil times" method. More precisely, I used H2O2 11.9% over 5~6 hrs in a water bath at about 90°C and the smallest amount of baking soda. I did not monitor the PH value during this process.
Despite the fact that no centrifuge was used, I did not find large diatoms in my sediments but rather fragments of them. Maybe it was also because I had not used a solid sample by freezing and thawing, but only the powder form already present in the sachet. I will probably work on the solid samples as soon as I have more practice.
I attach a small selection of the findings.
I tried to find out the exact names of the diatoms. Mostly I could find them in the table that Anne kindly posted at the beginning of the thread. I have included the exact placement of the diatoms in the plate in the images (R stands for row here).
All images except Grammatophora are stacked. All images were taken with the Reichert lenses PL 40 IK and Fluor 63 oil using DIC.

Translated with www.DeepL.com/Translator

Ein Aha-Erlebis hatte ich bei der Suche nach der Bezeichnung für Goniothecium rogersii. Da die Diatomee von unterschiedlichen Seiten vollkommen anders aussieht, hatte ich anfangs Schwierigkeiten mir den Aufbau vorzustellen. Die Aufnahmen mit der Auflichttechnik von Micheael hier im Thread sind hierfür sehr hilfreich da sie eine räumliche Darstellung ermöglichen. Weiterhin habe ich mal eine Zeichnung aus einem Paper* eingefügt die den Aufbau dieser besonderen Diatomee ,,entschlüsselt". Alle drei Richtungen dieser Diatomee waren glücklicherweise im Streupräparat vorhanden.

Beste Grüße,
Marcel

*)TAXONOMY OF THE FOSSIL MARINE DIATOM RESTING SPORE GENUS GONIOTHECIUM EHRENBERG AND ITS ALLIED SPECIES
Itsuki Suto, Richard W. Jordan, Mahito Watanabe.


Translation:

I had an eye-opener when searching for the name of Goniothecium rogersii. Since the diatom looks completely different from different sides, I initially had difficulty imagining its structure. The pictures with the reflected light technique of Micheael here in the thread are very helpful because they allow a spatial representation. Furthermore I have inserted a drawing from a paper* which "decodes" the structure of this special diatom. All three directions of this diatom were fortunately present in my prepared strew.

Best regards,
Marcel

*)TAXONOMY OF THE FOSSIL MARINE DIATOM RESTING SPORE GENUS GONIOTHECIUM EHRENBERG AND ITS ALLIED SPECIES
Itsuki Suto, Richard W. Jordan, Mahito Watanabe.

Lieber Marcel und Sigi,
das sind tolle Ergebnisse!
Marcel,
die Bilder und die Bestimmung sind toll!
Auch die Studie zu Goniothecium rogersii, fantastisch!
lg
anne

Auch von mir ein ganz großes Lob!
Von solchen Ergebnissen kann ich leider nur träumen!

Liebe Grüße
Manfred

Hallo zusammen,

hier ist ein Bilder einer "Sceptroneis caduceus".
Wieder mal mit dem 40er und einem trockenem, also nicht eingeschlossenem Exemplar.


Gruss
Michael



Hello everyone,

here is a picture of a "Sceptroneis caduceus".
Again with the 40 and a dry, so not locked example.

Greetings
Michael

Michael,
also Du brauchst kein REM......
Deine Aufnahmen sind so phantastisch, plastisch, immer etwas Besonderes.
lg
Anne

Hallo Marcel,
noch eine Anmerkung.
Eigentlich ist es unabhängig davon ob Du den "mehligen" Anteil oder einen festen Anteil des Diatomit nimmst, die großen Exemplare sind immer vorhanden.
ich hatte auch nur den "mehligen" Anteil aufgelöst.
Könnte es sein Du hast die großen Exemplare in einem Schritt verloren? Oder war es insgesamt nur sehr wenig von der Probe die Du bearbeitet hast?
Natürlich sind große und komplette Exemplare zwar "relativ häufig" aber trotzdem natürlich nicht überwiegend.
Dann noch kurz zur Bestimmung.
Die Auliscus, denke ich müsste eine andere sein..., aber Auliscus ist schwierig, da müsste Päule sich einschalten.
Die Triceratium dürfte Trigonium americanum sein, die Euodia semicircularis findet man auch unter Triceratium semicircularis.
Der Reichert DIC ist einfach klasse...
lg
anne

Hallo Anne,
vielen Dank für Deine hilfreichen Anmerkungen.
Du hast recht, ich habe tatsächlich eine sehr geringe Menge von der Probe genommen. Bei meinem ersten Reinigungsversuch der Pelose, hatte ich damals viel zu viel Probenmaterial genommen. Anfängerfehler! Die Kochzeit damals hatte sich gefühlt unendlich lang gezogen. Diesen Fehler wollte ich nun nicht noch einmal begehen und habe direkt eine sehr geringe Menge genommen. Da mir das Dunkirk-Material sehr homogen vorkam, habe ich nicht weiter drüber nachgedacht. Es sind zwar auch ein paar große Diatomeen dabei, allerdings bei weitem nicht so viele wie in den Bildern der Streupräparate die hier bereits gezeigt worden sind.

Bei der Auliscus gebe ich Dir Recht, da habe ich ein wenig geschwankt. Eine weitere Möglichkeit wäre Auliscus bonus Hanna (Siehe bitte beigefügtes Bild). Hier stört mich nur, dass in der Beschreibung folgendes steht: "central area almost circular". Das kann man bei meinem gefundenen Exemplar nicht ganz so sagen. Die mittleren Strukturen, die mich an Magnetfeldlinien erinnern, sehen zwar sehr ähnlich aus, die mittlere plane Fläche ist jedoch nicht rund sondern eher diffus. Da muss ich mal den Rat der Experten abwarten.

Hallo Michael,

Deine Aufnahme von Sceptroneis ist Dir wirklich gelungen, Chapeau! Man sieht wieder die räumliche Ausdehnung der Diatomee in der z-Achse. Wirklich anschaulich!

Viele Grüße,
Marcel

Hallo zusammen,

Erst einmal Danke für Eure Anmerkungen, wobei ein REM wäre schon was feines, aber definitiv nicht machbar.

Heute habe ich nochmal eine ganze "Goniothecium odontella" und eine "Terpsinoe latecavata" ( das - Croissant - ) ;)


Gruss
Michael



Hello everyone,

First of all, thank you for your comments, although a REM would be nice, but definitely not feasible.

Today I have another whole "Goniothecium odontella" and a "Terpsinoe latecavata" (the - croissant - ) ;)


Greeting
Michael

Hallo Michael
Mir gefallen die Dokufotos deiner Diatomeenfunde auch ausgesprochen gut.
Die Vielfalt der Aufnahmemethoden ist eine Bereicherung.
   Gruß von Siegfried

Hallo,

@Siegfried
Danke für dein Kommentar, da ich ja kein echten DIC oder Phk habe, helfe ich mir ja anders und zwar mit COL und schiefer Beleuchtung. Dazu halt noch Aufnahmemethode und Fotobearbeitung.

@all
Ich habe hier ein unbekanntes Objekt, was auch im Schaubild nicht zu finden ist.  Ich habe nur den "Kopf" und ein Stück mit den 2 insich gedrehten Strängen ins Bild gesetzt.
Die Stränge gehen noch ein Stück weiter und laufen spitz zu.
Ich weis nicht was es ist.

Vielleicht weis es jemand von Euch.


Gruss
Michael



@Alles
I have an unknown object here, which cannot be found in the diagram either. I only put the "head" and a piece with the 2 twisted strands in the picture.
The strands go a little further and taper to a point.
I don't know what it is.

Maybe someone of you knows.


Greeting
Michael

Hallo Michael,
eine Chaetoceros!
lg
Anne

Hallo zusammen,
hier ein "quick and dirty" zusammengesetztes Bild, schnell am Stereomikroskop, was ich in 2 Trockenausschüttungen gefunden habe.
Es liegen jeweils noch unendlich viele komplette Diatomeen zum Aussortieren auf den Objektträgern.
Jeweils von der Fraktion >125µm und von der Fraktion <125µm.

Hello all,
Here is a "quick and dirty" picture of what I have found in 2 dry strews, quickly done and put together on the stereo microscope.
There are still an infinite number of complete diatoms to be sorted out on the slides.
In each case from the fraction >125µm and from the fraction <125µm.

lg
anne

Hallo Anne,

eine wahrlich schöne Auslese hast Du da! Besonders beneide ich Dich um die intakte Chaetoceros. Die einzige die ich gefunden hatte, hatte ich leider amputiert, wie im Video vor kurzem gezeigt.
Verstehe ich das richtig, dass die Diatomeen noch nicht eingebettet wurden, also noch lose auf dem Objektträger liegen?

Beste Grüße,
Marcel

Hallo Marcel,
ja die Diatomeen liegen trocken auf einem Objektträger zum später einbetten.
Ich habe mich besonders über die Coscinodiscus elegans/Coscinodiscus craspedodiscus Kützing 1849 gefreut.
Hier ein Bild wie der Objektträger unter dem Stereomikroskop liegt.
Normalerweise versuche ich schöne Reihen von gleichen Exemplaren auf den Objektträger zu legen und so schon vorzusortieren, hier ist es nur grob sortiert.
lg
anne

yes, the diatoms are dry on a slide for later mounting.
I was particularly pleased with the Coscinodiscus elegans/Coscinodiscus craspedodiscus Kützing 1849.
Here is a picture of how the slide lies under the stereo microscope.
Normally I try to place nice rows of identical specimens on the slide and thus pre-sort them, here it is only roughly sorted.

anne

Hallo zusammen,

Hier bei dieser bin ich mir nicht sicher, um was es sich handelt.   Meine Vermutung; wenn ich nach dem Schaubild gehe; eine Chaetoceros (8-20) oder Mastogonia actinoptychus (8-19)
Ich kann auch völlig daneben liegen.


Gruss
Michael

Hallo Anne
Schön, schön, deine ausgelesenen Diatomeen und das Dokubild ist klasse. 8) Ich bin auch beim Auslesen.
Ist die von mir auf deinem Bild gekennzeichnete Diatomee, eine von denen mit dem besonderen Effekt?
   Gruß von Siegfried

Hallo zusammen,
heute kam von Martin der Vorschlag eine Liste zusammenzustellen, welche Diatomeen tatsächlich in der Probe gefunden wurden.
Es geht hier nicht um Bilder, dann wird es zu unübersichtlich, sondern um eine reine Auflistung der Namen.
Dies kann dann (hat man mir gesagt) über die Forumssoftware angepinnt werden an den Thread.
Daher denke ich, jeder der sich relativ sicher ist bei einer Bestimmung, kann mir seine Funde per PN namentlich schicken, ich werde dann versuchen eine Liste mit Hilfe der Moderatoren zu integrieren, die auch immer erweitert werden kann und an sichtbarer Stelle auftaucht.

Hello all,
Today Martin suggested compiling a list of which diatoms were actually found in the sample.
It's not about pictures, then it would be too confusing, but about a pure listing of the names.
This can then (I was told) be pinned to the thread via the forum software.
Therefore, I think anyone who is relatively sure about a determination can send me their findings by name via PN, I will then try to integrate a list with the help of the moderators, which can also always be expanded and appears in a visible place.

lg
anne

Hallo Anne,

das mit der Liste ist eine gute Idee. Sie wäre für uns weniger erfahrene Diatomeenfreunde sicher eine große Hilfe. Allerdings fände ich ein Bildbeispiel schon sehr vorteilhaft. Da die meisten Funde sicherlich auch fotografisch dokumentiert sind, könnte man doch die Bilder in " Zeigt her Eure Bilder: Diatomeen aus Dunkirk/Maryland " veröffentlichen und in der Liste verlinken. Dadurch kann die Liste alphabetisch sortiert - und übersichtlich gestaltet werden und man hätte doch einen schnellen Bildzugriff, falls vorhanden.

LG
Manfred

Unter jeder Antwort im Thread steht ja "Antwort #xxx". Damit kann man auf den entsprechen Beitrag verweisen.

Grüße
Martin

Hallo Manfred,
da viele Diatomeen derzeit mehrfach als Bild vorliegen und dazu noch in unterschiedlichen Ausgangsthreads ist das schwer umzusetzen.
Findet man nicht alles über die Suchfunktion, wenn man den Namen schon hat?
Evtl. hat einer von den Moderatoren noch eine gute Idee dazu, damit es nicht zu chaotisch wird.
lg
anne


P.S. Hallo Martin, wir haben wohl gleichzeitig geschrieben. Dann müssten mir die Bildersteller Ihre Beitragsnummer dazu senden, dann müsste ich es nicht heraussuchen.

Hallo liebe Runde,

ich finde, dass Martins Vorschlag einer Auflistung der Bestimmungen eine sehr gute Idee ist.

Folgendes (weiter unten) ist bitte kein Vorschlag zu Details der Bestimmungen von mir, sondern ein Angebot, falls (Bilder) auch angedacht sein sollten, um die Angelegenheit übersichtlicher zu gestalten.

Kurz definiert: Ein gemeinsam zu nutzender Speicherplatz für die Vorbereitung, denn FALLS auch Abbildungen angedacht sind, könnte der Thread zumindest teilweise unübersichtlich werden.

Falls Ihr das praktisch, sinnvoll etc. findet, kann ich gerne zwischen 500 GB bis ein Terabyte Dropbox-Speicher unkompliziert bereitstellen, damit ein gemeinschaftlich nutzbarer Raum für die Vorbereitung einer Präsentation hier im Forum nutzbar ist.

Wohlgemerkt: Das macht nur Sinn, wenn auch zahlreiche Abbildungen mit im Spiel sein sollten

Grundsätzlich halte ich die Hinweise der Moderation, irgendwelche Cloud-Links zu vermeiden, für nachvollziehbar, logisch und gut durchdacht. Ich lege daher bitte Wert darauf, festzustellen dass dies nur eine (Idee für) Hilfe für eine endgültige interne Präsentation hier im Forum sein soll.

Liebe Grüße

Jakob

Hallo zusammen,
danke für den Vorschlag lieber Jakob.
Gesucht wird nach einer einfachen Lösung für eine Liste.
Da es sich um Arten handelt die zumeist relativ bekannt sind und schon oft fotografiert wurden, kann im Netz nahezu für jeden Namen ein Bild gefunden werden, oder über die Suchfunktion hier im Forum.
Daher halte ich die Verknüpfung mit den Bilddateien nicht für notwendig.
lg
anne

Hallo zusammen,

könnt Ihr mir bei der Bestimmung helfen? Ich tippe auf Chaetoceros, obwohl sie von den bisher gezeigten deutlich abweicht.

LG
Manfred

Hallo Manfred
Bei der Bestimmung kann ich dir leider auch nicht helfen.
Ich habe heute Abend aus meiner 2.Aufbereitung wieder einige schöne, ganze Species ausgelesen. Dabei fand ich eine Asterolampra spec., welche ich persönlich bisher nicht gefunden hatte. Sie war leider nicht mehr vollständig. Da es aber mein Erstfund solch einer war, hier ein schnelles Foto.
   Gruß von Siegfried

Hallo Siegfried,

es macht Spaß Deine Bilder anzuschauen. Asterolampra habe ich bisher auch nur sehr bruchstückhaft gefunden.

LG
Manfred

Hallo zusammen,

da möchte ich mich Manfred anschließen, eine wunderschöne kontrastreiche Aufnahme der Asterolampra spec.. Ich hatte davon bei meinen Proben leider nur Bruchstücke zu sehen bekommen.

@Manfred, ich tendiere bei Deiner Aufnahme eigentlich auch zu Chaetoceros (auch im Hinblick auf die Dimensionen).

Beste Grüße,
Marcel

Hallo zusammen,
zur vorgeschlagenen Liste hat Marcel/cesarius mir den perfekten Vorschlag gesendet und erarbeitet. Herzlichen Dank dafür!!!
Ich zitiere mal in Teilen von Marcel:

ZitatEs handelt sich dabei um eine Excel-Tabelle die online auf Onedrive gespeichert ist und die mittels der Webversion von MS 365 Excel im Webfenster von jedem der den Bearbeitungs-Link zur Tabelle hat, bearbeitet werden kann.
Vorteil: für die Bearbeitung der Tabelle benötigt man hier weder Excel noch ein Microsoft Account sondern nur einen Browser.
Anbei ein Links zur Tabelle: der erste Link ist ein reiner Anzeigelink. Hier kann man sich die Tabelle anzeigen lassen, diesen Link kann man dann im Forum öffentlich posten.
Der zweite Link ist ein Bearbeitungslink, jeder der den Link hat, kann die Tabelle bearbeiten (Jedoch auch löschen!!). Der Bearbeitungslink sollte nur ausgewählte Nutzer erhalten, z.B. alle aktiven Nutzer im Dunkirk-Thread. (link nicht angezeigt)

Anzeige-Link für den reinen Lesemodus: https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q

Zum Inhalt der Tabelle: Die Excel-Mappe hat zwei Blätter, die eigentliche Diatomeenliste und ein Changelog (eine Art Logbuch) indem jeder der die Tabelle bearbeitet kurz schreibt was er verändert hat.
Für die Diatomeenliste habe ich unterschiedliche Spalten hinzugefügt. Wie oben gesagt es ist eine Anfangslösung. Bei den Spalten "Größe" und "Vorkommen", sind die auswählbaren Werte festgelegt damit man einheitliche Daten hat. Das kann natürlich ebenfalls verändert werden.

Ich finde die Lösung wunderbar. Insbesondere die Möglichkeit des Sortierens die Excel bietet sind vorteilhaft. Peter V. wird sich noch überlegen, wo der beste Platz für diesen link ist, damit er gut sichtbar ist und nicht irgendwo im Thread verschwindet.
Ich habe die Daten die mir Freanzel/Peter gestern schon geschickt hat ergänzt, allerdings noch nicht verlinkt mit Posts oder Bildern.

https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q

Ich hoffe damit können alle leben, ich übernehme gerne einen Teil der Dateneingabe, bin aber froh wenn auch andere sich in diesen Part einbringen.


Hello all,
Marcel/cesarius has sent me the perfect proposal for the proposed list. Many thanks for that!
I will quote parts of Marcel:

ZitatThis is an Excel spreadsheet that is stored online on Onedrive and can be edited in the web window by anyone who has the editing link to the spreadsheet using the web version of MS 365 Excel.
The advantage of this is that neither Excel nor a Microsoft account is required to edit the table, but only a browser.
Here are some links to the table: the first link is purely a display link. Here you can display the table, this link can then be posted publicly in the forum.
The second link is an edit link, anyone who has the link can edit the table (but also delete it!!). Only selected users should receive the edit link, e.g. all active users in the Dunkirk thread. (link not displayed)

Display link for read-only mode: https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q

About the content of the table: The Excel folder has two sheets, the actual diatom list and a changelog (a kind of logbook) in which everyone who edits the table writes briefly what they have changed.
For the diatom list I have added different columns. As I said above, it is an initial solution. For the columns "Size" and "Occurrence", the selectable values are fixed so that one has uniform data. Of course, this can also be changed.

I think the solution is wonderful. Especially the sorting possibilities Excel offers are advantageous. Peter V. will think about the best place for this link so that it is clearly visible and does not disappear somewhere in the thread.
I have added the data that Freanzel/Peter sent me yesterday, but I have not yet linked it to posts or pictures.

https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q

I hope everyone can live with this, I'm happy to do some of the data entry, but I'm happy if others get involved in this part too.


lg
anne

Hallo zusammen,
ich habe nun den Bearbeitungslink schon an die aktiven Teilnehmer hier verschickt.
Somit kann jeder seine Funde eintragen und im Leselink können dann alle Eure Eintragungen sehen.

https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q

Bitte nur ergänzen, grundsätzliche Änderungen sollten nur abgestimmt durchgeführt werden.
Ich freue mich schon auf ein tolles Ergebnis!

lg
Anne

Wer den link noch haben möchte, bzw. falls ich jemand vergessen habe, bitte kurze PN an mich😀

Hallo Anne,
in deiner mail "Bearbeitungslink" vermisse ich den genannten Link. Bei Deiner Mail von ca. 20 Uhr gibt´s nur einen Link auf meine pers.Mitteilungen.
Beste Grüße
Peter

Hallo Peter,
sorry, ich habe ihn Dir noch geschickt!
Den leselink, setze ich nun nochmals ganz deutlich sichtbar auf Seite 1 des Threads, ich hoffe das ist der richtige Ort.
lg
anne

Hallo zusammen,
ich habe nun eine Reihe an REM Bildern der Probe erhalten und möchte zuerst das Rätsel des Welleneffekts in der Actinoptychus von Siegfried lösen.
Es handelt sich wohl doch um einen Moire-Effekt durch Überlagerung von Strukturen, wie Michael schon schön gezeigt, da zwei "Gitter" übereinander liegen.

Ich werde noch weitere Bilder vom REM anhängen.
lg
anne

Hallo zusammen,
zu Michaels Frage aus Antwort 184 ist mir dieses Bild aufgefallen:
lg
anne

Hallo Anne
Das sind ja gute Nachrichten. Nun haben wir ein Stück Gewissheit zu dieser Actinoptychus mit dem Welleneffekt.
Mein großes Dankeschön auch an den Mann hinter dem REM für diese fantastischen Ansichten.  8)
Ich kann mich nicht satt genug daran sehen.
    Gruß von Siegfried

Hallo Anne,

Vielen Dank fürs Zeigen der REM Bilder. 

@All
Die Actinoptychus besteht ja aus 2 Gitterlagen die durch Stege / Wände aus Kieselsäure verbunden sind. So ähnlich wie eine Bienenwabe.
Da aber Kieselsäure durchsichtig ist, schaut man durch das 1. Gitter dann durch die Wände und schliesslich durch das 2. Gitter.  Da kommt die Paralaxxe ins Spiel. Da durch schaut man ja beim 2. Gitter nicht senkrecht durch jedes Loch sondern durch ein viertel des 2. Loches oder ähnlich.  Ich hoffe ihr versteht was ich in etwa damit meine.
Ich habe mal ein Bild drangehängt von dem REM-Bild wo die Waben zu erkennen sind.

Nachtrag: Im 2.ten Bild habe ich das mal mit einem 25µ Mesch simuliert. Der Abstand zueinander ist auch entscheident um den Effekt sehen zu können.

Gruss
Michael



Hello Anne,

Thank you for showing the SEM images.


@ All.
The Actinoptychus half consists of 2 lattice layers that are connected by bridges / walls made of silicic acid. Sort of like a honeycomb.
But since silicic acid is transparent, you look through the 1st grid, then through the walls and finally through the 2nd grid. That's where the parallax comes into play. Since you look through the 2nd grid not vertically through each hole but through a quarter or something similar. I hope you understand what I mean by that.
I've attached a picture of the SEM where the honeycombs can be seen.

Addendum: In the 2nd picture I simulated it with a 25µ mesh. The distance to each other is also crucial to be able to see the effect.


Greeting
Michael

Hallo zusammen,
und weiter geht es mit den REM Bildern.
Stephanonycites coronus (Ehrenberg) Komura
lg
anne

Hallo zusammen,
hier noch 4 REM Bilder.
Ich möchte nochmals auf die Datei von Bill Dailey verweisen, dadurch sind mir die Bestimmungen sehr leicht gefallen.

http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/dunkirk-index.htm

lg
anne

Hallo liebe Gemeinschaft,

ich bin (gelinde gesagt  :) ;)) etwas hinten mit Beiträgen in diesem Thread.

Die Gründe sind rasch erläutert:

Ich tue mir nach wie vor etwas schwer mit der Reinigung des Materials; und dies trotz der eigentlich nicht besonders schwierig zu behandelnden Proben des Maryland-Dunkirk-Materials.

Zur Zeit erziele ich nicht so schlechte Ergebnisse mit deutlich stark verdünntem Material (Aqua. dest).

Ansonsten übe ich den Reinigungsvorgang mit Proben anderer Herkunft, von denen ich mengenmäßig mehr habe.

Ich habe so an die 40 Bilder von Diatomeen dieser Probe zumindest ,,passabel" gelungen erstellt (glaube ich zumindest ;) ), aber ich beginne höchst bescheiden mit nur 2 Fotos.

Und bitte mit der Frage, was das dritte (Anm.: sehr stark vergrößerte) Bild denn zeigt? Die Kanten des Objekts erscheinen gerundet, es ist ein äußerst dunkles Ding, daher diese Bearbeitung, die schon einem Bild mit Tontrennung stark ähnlich ist. Die grüne Färbung ist im Okular deutlich auffälliger, daher halte ich sie für authentisch.

Ein Mineral vielleicht?

Die im/durch das Objekt zu sehenden Teilchen dürften wohl Hintergrund darstellen.

Liebe Grüße

Jakob

Hallo,
Eine weitere fossile, marine Diatomee aus Dunkirk/Maryland
Stephanopyxis corona Ehrenberg Grunow
Canon EOS 500D,  Eschenbach 60x, N.A. 0,85,
Okular 10x, Schiefe Beleuchtung, Einzelaufnahme
Beste Güße
Peter

Hallo liebe Dunkirk Forscher
@Anne
Ein REM Bild schöner als das andere. Danke fürs Zeigen. Hier kommt Erkenntnisgewinn, zB die Ausdehnung der Dossetia hyalina And. hätte ich mir nie so vorgestellt.
Mit solch einem Bauch, denkt man sie ist schwanger. ;)
Auch hier nochmal Danke an den Mann am REM.
@Michael
Sehr eindrücklich erläutert hast du den Moire Effekt.
@ Jacob und Peter
Man sieht, es macht euch auch Freude neue Spezies zu entdecken.
Und die Doku Fotos werden immer besser, aber darauf kommt es nicht immer an. Jeder wie er kann und die Freude am Erkunden eint uns.
   Gruß von Siegfried
PS: ich hätte noch eine Frage zu der Exel Liste. Da ist zu lesen "Drei vollkommen unterschiedliche Abbildungen, siehe Link.".
Übersehe ich da etwas, ich finde keinen Link?   sorry:Ich habs gefunden, man muß nach links schieben bzw Balken nach rechts.

Hallo, heute fand ich diese sternförmige Diatomee, welche ich nicht auf den Bestimmungstafeln fand. Die Bildqualität, naja. Es ist ein Stack aus 14 Bildern. Ein einfacher 60x Achromat und schiefe Beleuchtung.
Gruß vom Klaus

Hallo Klaus,
Du findest ja tolle Sachen!
Es könnte Triceratium cinnamomeum sein, das ist aber nur eine Vermutung.
lg
anne

Anne, es macht ja auch viel Spaß die Präparate zu durchsuchen. Für mich hat es sich als hilfreich erwiesen die Aperturblende des Kondensors maximal zu schließen und dann schrittweise das ganze Präparat zu durchsuchen. Diese Diatomee fand ich erst als ich die ganze Schichtdicke durchfahren habe. Also vom Objektträger bis Unterseite Deckglas, dabe fand ich auch Chaetoceros plicenum Brun. ??

Triceratium cinnamomeum ist aber nicht sternförmig, oder gibt es da soviele Formvarianten?

Entschuldige bitte wenn ich so frage, aber ich bin nur interessierter Laie. :-\
lg Klaus

Hallo zusammen,

da schaut man mal etwas länger nicht hier rein, schon explodiert der Thread förmlich mit unglaublichen Fotos. Die REM-Bilder sind ja wirklich ausserordentlich gut gelungen, danke an den RE-Mikroskopiker und natürlich auch Anne fürs Teilen.

@Klaus Deine sternenförmige Diatomee müsste die hier (http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/file/pages/dunk_tx1300_JPG.htm) (andere Ansicht (http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/file/pages/dunk_ttiltx1300_JPG.htm)) sein.

Laut der Website von Bill Dailey steht bei der Bestimmung:

Zitat34.4 begins a series of three images of a four-poled Biddulphia or Trigonium species.  Although it is obviously very distinctive, I have not yet been able to place it.  The areolae are coarse, there is a flattened center, and there are pseudocelli at each pole.  34.5 The full-face view.

Beste Grüße,
Marcel

Hallo Marcel
Deine eröffnete Exel Liste der Diatomeen ist eine feine Sache. Ist alles eingetragen, findet man schnell und zuverlässig den dazugehörigen Post und das Bild.
Danke dafür.
https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q
   Gruß von Siegfried

Hallo Siegfried,
es freut mich, dass die Tabelle Zuspruch findet. Für kollaboratives Arbeiten sind solche Cloud-Anwendungen optimal, solange man vorsichtig mit persönlichen Daten ist.
Die Tabelle ist zwar nur ein Anfangsgerüst welches jedoch bei der Zusammenführung der Ergebnisse behilflich sein kann.
Beste Grüße,
Marcel

Hallo zusammen,

Zur Tabelle:
Wie sieht es mit Doppeleintragungen aus, bzw wieviele Bilder dürfen pro Spezies verlinkt werden?  Was ist wenn der ein oder andere Bilderlink eines Tages nicht mehr funktioniert, wegen Änderungen der anderen Website etc.?


Gruss
Michael

Hallo Michael,

ZitatWie sieht es mit Doppeleintragungen aus, bzw wieviele Bilder dürfen pro Spezies verlinkt werden?

Mein Vorschlag wäre Mehreintragungen zuzulassen. Man kann nämlich dann die ganze Zeile der bereits existierenden Diatomee einfach mit einem Klick duplizieren und ändert bspw. nur den Username und den Link zum Bild/Thread. Für eine bessere Übersicht könnte man dann, wenn die Liste alphabetisch sortiert ist, alle Zeilen, die zu einer und derselben Diatomee gehören mit einer Farbe unterlegen die sich mit der Farbe Weiss abwechselt für die nächste Diatomee. Es sehe dann so aus:

Datomee A (weisser Hintergrund)
Diatomee B (grüner Hingergrund)
Diatomee B (grüner Hingergrund)
Diatomee B (grüner Hingergrund)
Diatomee C (weisser Hintergrund)
Diatomee C (weisser Hintergrund)
Diatomee D (grüner Hintergrund)

ZitatWas ist wenn der ein oder andere Bilderlink eines Tages nicht mehr funktioniert, wegen Änderungen der anderen Website etc.?

Mein Vorschlag hierzu: Solange die Bilder aus den Dateianhängen des Forums verlinkt werden, dürfte sich da ja nichts groß ändern. Es liegt halt daran, wie gut die Liste gepflegt wird.
Wenn ein Bild nicht mehr funktioniert, kann man entweder den betreffenden User ansprechen oder man nimmt es selbst in die Hand und ändert es vielleicht mit einer Bemerkung oder Ähnliches.

Genau für solche Fragen hatte ich ja, wie Anne mich zitiert hat, alles zur Diskussion gestellt.
Welche Vorschläge dann tatsächlich in die Tabelle umgesetzt werden, muss Anna dann entscheiden.

Viele Grüße,
Marcel

Hallo Michael,
Gründe, warum ich eine Verlinkung von Bildern etwas kritisch gesehen habe sind:

- die Bestimmung muss wirklich sicher und richtig sein, das mag für sehr charakteristische Species gut möglich sein, aber es gibt auch sehr schwierige Fälle in der Probe. Diese schwierigen Fälle werden dann wohl eher nicht in die Liste eingetragen und somit ist diese nicht "repräsentativ".

-"Fehlbestimmungen" müssten kontrolliert und korrigiert werden damit die Zuordnung zum Bild nicht die Leser in die Irre leitet.
Es bedarf also einer regelrechten Pflege der Daten die auch zu Diskussionen führen kann.

Andererseits kann durch die Verlinkung mit dem Bild, die Bestimmung überprüft werden und es ist wie immer, ein Bild sagt mehr als tausend Worte. Ein sehr großer Vorteil!

Doppeleintragungen sind durch die mögliche Sortierung z.B. alphabetisch sicherlich kein so großes Problem, das wäre ja dann auch nochmals ein Merkmal für die Häufigkeit.

Wenn man die Liste unter dem Gesichtspunkt betrachtet, dass alle aktiven Teilnehmer hier Ihren Beitrag leisten können und die Richtigkeit der Bestimmungen und die Qualität der Bilder sowie die Vollständigkeit nicht die höchste Priorität hat, dann ist die Liste ein Spiegel bzw. eine Kurzfassung der Aktivität zu diesem Projekt und ein echter großer Gewinn. Wenn dann irgendwann ein Bilderlink nicht mehr funktioniert, dann ist es eben so.....

Also bitte trage Deine tollen Funde ein!
lg
anne

Hallo cesarius,

Danke für die Info. Ich denke das ist eine gute Lösung.


@Anne,

Bei der Bestimmung tu ich mich noch schwer, wenn es fast gleich aussehende Spezies sind. Es sei denn es sind alle im Schmidt Atlas drin. Aber die PDF zu durchsuchen finde ich umständlich. Der
Druck desselben will ich kommenden Monat machen lassen. Die Druck PDF ist quasi fertig, musste ich  etwas ändern, da beim blättern nicht alle Bilder auf der rechten Seite waren. Durch einfügen eines leeren Blattes stimmte die Reihenfolge wieder der nachfolgenden Seiten. Habe es nun so gemacht das rechts die Zeichnungen sind und links die Bezeichnungen.
Ich denke mit dem Buch werde ich mich leichter tun.





@All

Ich habe hier eine weitere "Actinoptychus"  Es ist ein Stitch aus mehreren gestackten Fotos. Pro Stack sinds ca. 20 Fotos. Das Originalbild ist natürlich grösser.

Gruss
Michael

Hallo,

Ich bin mir recht sicher das dies eine "Rhaphoneis scalaris" ( Schaubild 8/39 ) ist.  Diese wurde hier ja noch nicht gezeigt. Sollte ich falsch liegen, bitte ich um Korrektur.



Gruss
Michael

Immer wieder toll wie schön ihr diese Winzlinge abbilden könnt.
Danke @Marcel für deine Bestimmung "meiner" Diatomee.
Hier ein neuer Fund den ich nun hoffendlich richtig bestimmt habe, Triceratium Ehrenbergi Grun..
Schiefe Beleuchtung Olympus A40PL/0,65 , Stack aus 6 Bildern mit Helicon Focus8
VG Klaus

Hallo zusammen und guten Morgen
Beim Nachschauen im Netz bin ich auf folgende Seite mit Fotos von Diatomeen aus Dunkirk Maryland gestoßen.
Finde ich sehr interessant.
https://www.flickr.com/photos/frezmicro/albums/72157633388672524
     Gruß von Siegfried

Hallo zusammen,
noch eine REM Aufnahmen die mir zur Verfügung gestellt wurde.
Paralia sulcata (Ehrenberg) Cleve
lg
anne

Hallo liebe Runde,

[EDIT: Sorry, ich hatte leider unrichtige Vergrößerungsangaben bei Bild1 und Bild2: Die Ausbesserungen sind bitte bewusst nachvollziehbar gehalten]

einige Bilder mit ausgeprägt schüchterner Art und Weise der Bestimmung.  :) ;)

Bild1, Bild2: Actinoptychus spec.
(möglicherweise heliopelta)
Zwei Bearbeitungsvarianten. Einmal mit aufliegender (hervorgehobener) kleiner Diploneis (?)


Bild3: Actinocyclus spec.
(möglicherweise octonarius)


Bild 4a und Bild4b:
Coscinodiscus spec.
(gleiches Objekt)

Die Angabe ,,Biolux 40 ×" bei Bild 3 ist bitte kein verfrühter Aprilscherz. Dazu gäbe es noch viel zu erwähnen, aber das passt thematisch nicht hierher.

Liebe Grüße

Jakob

Hallo zusammen
Wieder ein spektakuläres REM Foto, welches mich veranlasst hat eine Diatomeen Bestimmung meinerseits zu ändern.
Paralia sulcata (Ehrenberg) habe ich jetzt durch das REM Bild genauer bestimmen können.
Siehe Exel-Liste.
https://1drv.ms/x/s!AlWCUMlnz1jlc-kmxJh77VoUArE?e=V24a0q
Jakob hat auch wieder neue Funde hier gezeigt. Und ich bin ebenfalls wieder fündig geworden.
Eine große Biddulphia spec., ziemlich gut erhalten.
Siehe Foto.
   Gruß von Siegfried

Hallo zusammen,
ich freue mich sehr über die vielen Bildbeiträge die hier gezeigt werden! Danke an alle für Ihre Beteiligung.
Daher möchte ich noch die mir zur Verfügung gestellten REM-Bilder von dem "Star" der Probe zeigen, Actinoptychus heliopelta Grunow.
Besonders interessant finde ich die Rückansicht der Schale, die nochmals eine innere Sieb-Schale zeigt, mit dem Lichtmikroskop nicht nachzuvollziehen.
Danke nochmals herzlichst an den Bilderspender!!!!
lg
anne

Hallo anne,
bei dem Anblick der REM-Bilder kann man nur schmachten, was hat sich da Mutter Natur nur ausgedacht!!
Gerade habe ich mich getraut mein erstes Präparat "in Öl" zu betrachten und fand eine Dreieckige die ich nicht bestimmen kann, dafür sind es einfach zu viele Arten, aber dabei kam mir auch ein Bruchstück einer runden Diatomee ins Blickfeld, die ich natürlich auch nicht kenne.
Vielleicht hätte ich den Kondensor auch ölen sollen. Na vielleicht beim nächsten mal.
Gruß Klaus

Guten Abend zusammen,


Bild1:
nach diesen ausgesprochen beeindruckenden REM-Bildern (ein Danke an Anne und alle Beteiligten!) zeigt eine 3D-Simulation, die mit Helicon 8 erstellt wurde, eine ähnliche räumliche Struktur der Actinoptychus species. Womöglich doch heliopelta?

Bild2:
Ich bin mir wirklich nicht sicher, aber das könnte eine Draufsicht auf die Gürtelbänder einer Actinoptychus species sein. Was meint bitte Ihr dazu?

UND: Es ist wirklich beeindruckend, was für feine Ergebnisse Ihr zeigt. Ich gratuliere Euch!

Liebe Grüße

Jakob

Hallo
@Anne--Die  Actinoptychus heliopelta Grunow, wird deiner Bezeichnung als "Star" mit diesen Bildern voll gerecht.
            Aber der wahre "Star" ist der Herr am REM. Danke für die herrlichen Bilder. Wenn das 2. Bild noch einen Tick größer wäre, wäre die Diatomee begehbar. 8)
@Klaus--Ich tippe auf eine Triceratium spec. Das 2.Foto ist mit einem 100erter gemacht?
@Jakob- Ja mit Helicon Focus kann man auch schön 3-D simulieren. Hab ich auch schon probiert.
             https://www.youtube.com/watch?v=i9IsR3M6mk8&ab_channel=SiegfriedSchmidt
           Gruß von Siegfried und schönes Wochenende

Hallo zusammen,
Klaus, Dein Bild der Siebplatten mit dem 100er ist super!
Jakob, die 3D Darstellungen machen viel Spaß, man muss nur darauf achten die Z-Achse nicht zu hoch anzusetzen.

Hier noch 3 REM Bilder auf denen sich Goniothecium odontella Ehr. findet - und noch vieles andere.
Viel Spass beim Anschauen!
lg
anne

Hallo zusammen,
für heute noch 2 REM Bilder, ich vermute Xanthiopyxis oblonga.
Ich füge dazu auch einen interessanten link bei:
https://bioone.org/journals/paleontological-research/volume-8/issue-4/prpsj.8.283/Fossil-marine-diatom-resting-spore-morpho-genus-Xanthiopyxis-Ehrenberg-in/10.2517/prpsj.8.283.full
lg
anne

Hallo Siegfried , ja das 2. Bild ist mit einem Olympus 100/1.30 gemacht, mit schiefer Beleuchtung und anne , danke für dein Lob.
Hier auch noch eine invertiertes und gestacktes Phasenkontrastbild mit einem 40x Objektiv aufgenommen, einfach nur weil zwei markante Formen nebeneinander lagen.
Gruß Klaus

Zitat von: Siegfried in März 25, 2023, 08:26:28 VORMITTAG
Hallo
@Anne--Die  Actinoptychus heliopelta Grunow, wird deiner Bezeichnung als "Star" mit diesen Bildern voll gerecht.
            Aber der wahre "Star" ist der Herr am REM. Danke für die herrlichen Bilder. Wenn das 2. Bild noch einen Tick größer wäre, wäre die Diatomee begehbar. 8)
@Klaus--Ich tippe auf eine Triceratium spec. Das 2.Foto ist mit einem 100erter gemacht?
@Jakob- Ja mit Helicon Focus kann man auch schön 3-D simulieren. Hab ich auch schon probiert.
             https://www.youtube.com/watch?v=i9IsR3M6mk8&ab_channel=SiegfriedSchmidt
           Gruß von Siegfried und schönes Wochenende

Hallo zusammen, Hallo Siegfried,

danke für Deine Anmerkungen und auch sonst für Deine netten durchwegs positiv motivierenden Kommentare. Das gilt bitte nicht nur für auf mich bezogene, sondern generell.

Das Video werde ich mir genauer ansehen. Merci!

Liebe Grüße

Jakob

---

Zitat von: anne in März 25, 2023, 09:36:18 VORMITTAG
[...]

... Jakob, die 3D Darstellungen machen viel Spaß, man muss nur darauf achten die Z-Achse nicht zu hoch anzusetzen ...

[...]
lg
anne

Hallo Anne,

ein Dankeschön für Deinen Tipp/Kommentar. Natürlich hast Du recht von wegen der Wahl einer plausiblen Einstellung für die Größe der Z-Achse.
Das 3D-Tool von Helicon Focus ist eine ausgesprochen interessante Sache, aber man sollte – wie sonst auch bei 2D-Stacks ,,dickerer" Strukturen – immer im Hinterkopf behalten, dass man keine ,,echte" Fotografie eines in der Tiefe deutlich ausgedehnten Objekts erzielt, sondern eine Visualisierung. Meine ich halt. ;)

Nebenbei bemerkt: Wenn man, wie bei mir der Fall, mehrere Mikroskope verwendet (mit teils unterschiedlichen Fokussier-Drehrichtungen für rauf und runter), ist es sinnvoll sich zu merken, wo man mit dem Fotografieren der Fokusebenen  begonnen hat ...  :) ;)

Danke Dir nochmals, Anne, liebe Grüße

Jakob

Hallo zusammen,

Arbeitsmethoden sollten hier ja auch beschrieben werden. Wie schon gesagt mache ich meine Bilder anhand von trocknen Diatomeen. Dazu habe ich einfach mal eine Bilderfolge erstellt.
Nachdem die Bilder gemacht sind werden die Schalen auf ein Sammel OT "zwischengelagert".



Gruss
Michael

Hallo Michael
Schön daß du uns deine Vorgehensweise zeigst. Eine Frage hätte ich.
Wie bringst du die Diatomee aus dem Wasser? Ich kann ja leider nicht frei Hand aussuchen und habe eine Vorrichtung.
Ich benutzte ein Igelhaar. Aber wenn ich die Diatomee aus dem Wasser hebe, fällt sie ab, auch wenn ich gaanz langsam mache.
Deshalb lasse ich erst das Wasser verdunsten und lese dann aus. Geht einwandfrei. Also die Frage ist, wie bringst du sie aus dem Wasser?
                    Gruß von Siegfried

Hallo Siegfried,

Ich ziehe die Diatomee einfach  aus dem Wasser.  Die Diatomee bildet umsich herum einen eigenen Tropfen der unabhängig von der "grossen" Probe ist.  Der kleine Tropfen Wasser mit der Diatomee verdunstet innerhalb von ein paar Sekunden.  Danach nehme ich die Diatomee mit der Legeborste auf. Ich nutze ja Pferdehaar, hab ja ne Quelle und Glas- bzw Stahlnadel.  Die bleibt eigentlich gut haften, sollte das nicht gehen nutze ich etwas Wachs. Haufett ist mir zu "nass".  da bilden sich eigene winzige Tröpfchen auf dem OT wenn man mit der Legeborste drüber streicht. Das ist definitiv zu viel, damit haften die zu stark am OT.
Selbst wenn ich mal schnelle Bewegungen mache, fällt die nicht ab. Da spielt aber auch Elektrostatik ne Rolle.


Gruss
Michael

Danke Michael für deine Antwort.
Ich habe jetzt nochmal mit Wasser probiert, aber leider immer in dem Moment wo die Diatomee das Wasser verlässt, fällt sie ab.
Muß mal rauskriegen, wie ich das vermeiden kann auch wenn ich sonst ohne Wasser gut zurechtkommen. Muß ja einen Grund haben, warum es bei dir geht.
   Gruß von Siegfred

Hallo zusammen,


heute gibts nur eine Kleinigkeit...
Hier habe ich eine Triceratium robustum.
Vergleich:  http://symbiont.ansp.org/dntf/images/cache/NSF%20cards_T/Triceratium/Triceratium_0248.jpg (http://symbiont.ansp.org/dntf/images/cache/NSF%20cards_T/Triceratium/Triceratium_0248.jpg)


Gruss
Michael

Hallo Siegfried,

ZitatIch habe jetzt nochmal mit Wasser probiert, aber leider immer in dem Moment wo die Diatomee das Wasser verlässt, fällt sie ab.

Da die Diatomee immer dann runterfällt wenn sie an der Wasser/Luft-Grenze ankommt, könnte es sein, dass die Haltekraft des Wassers größer ist als die Klebkraft an der Borste.
An dieser Stelle würde ich mal ein wenig experimentieren indem man die Obeflächenspannung des Wassertropfens minimal ändert. Wenn Du mit einer leicht mit Spüli benetzten Nadel den Wassertropfen berührst(!), sollte sich dabei die Oberflächenspannung ändern, so, dass die Kräftebilanz sich günstig für das Abtrennen der Diatomme vom Wassertropfen ändert.
Das ist rein theoretisch, ich habe es selbst nicht probiert.

@Michael

Mal wieder tolle Bilder von Dir. Entschuldige wenn ich es evtl. überlesen hatte, erzugst Du die finalen Bilder eigentlich mit einem Dunkelfeldkondensor?

Beste Grüße,
Marcel

Hallo Marcel,

ein Dunkelfeldkondensor habe ich leider nicht.  Stattdessen arbeite ich variabler ringförmiger Beleuchtung. Dunkelfeld und Rheinerg ist mit der Konstruktion aus möglich. Ebenso schiefe Beleuchtung
wenn man es ein wenig aus dem Strahlengang schwenkt. Die Beschreibung dazu ist hier: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=43844.0 (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=43844.0)
Fragen dazu gehören aber nicht hier her.

Gruss
Michael

Hallo Siegfried,

ich habe immer ein kleines Gläschen Spülmittel parat stehen, in welches ich die Legeborste leicht eintauche und dann den Tropfen berühre. Den Erfolg kannst Du sofort sehen, da der Tropfen besser zerfließt. Danach lassen sich die Objekte leicht aus der Flüssigkeit herausschieben. Nimm nur nicht zu viel Spülmittel, sonst gibt es Trockenrückstände.

LG
Manfred

Hallo Marcel und Manfred
Danke für euere Hinweise. Mit der Oberflächenspannung, das vermutete ich auch. Von Spühlmittel hatte ich aber Abstand genommen wegen der Verunreinigung.
Im Allgemeinen lese ich ja ohne Wasser aus. Aber wie Manfred richtig schreibt, "Sola dosis facit venenum".
    Gruß von Siegfried

Hallo zusammen,

Diese wurde hier noch nicht aufgeführt. Ich denke es handelt sich hier um eine "Cerataulus" (7/12 im Schaubild). Korrektur: es handelt sich um eine Biddulphia suborbicularis (6/25)



Gruss
Michael

Hello everyone,

This has not yet been listed here. I think this is a "Cerataulus" (7/12 in the diagram). Correction: it is a Biddulphia suborbicularis (6/25)



Greeting
Michael

Hallo Michael,
wie wäre es mit der hier?:
http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/file/pages/DUNKIR_ktiltx1300_JPG.htm

lg
anne

Hallo Anne,


Danke für den Link.

Es ist genau die selbe, die hat tatsächlich unterschiedlich weite "Kaminöffungen" oder wie man das auch nennt.
Auf dem Schaubild kann man das schwer erkennen.  Bei google hatte ich den Namen "Biddulphia suborbicularis" ebenfalls eingegeben, aber da kommt was anders bei raus.
Deswegen habe ich Cerataulus vermutet da bei google ähnliche Bilder heraus kommen.  Bei der Suche geh ich meist über Bildersuche.


Gruss
Michael

Hallo Michael
Sehr schön dargestellt in Auf und Seitenansicht.
Klasse.
  Gruß von Siegfried

Hallo,

Heute gibt´s nur eine "Actinocyclus octonarius" zur Ansicht.  Link zu einem REM: http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/file/pages/Dunkirk__gtiltx1300_JPG.htm (http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/file/pages/Dunkirk__gtiltx1300_JPG.htm)

LG
Michael

Sehr schön, wer braucht da noch REM, wenn er die Diatomeen so schön ins Bild setzen kann??
Michael, wie machst Du die Bilder?
Eingeschlossen in Luft, oder Wasser, oder....? Und mit Auf- oder Durchlicht? Deine Aufnahmen sehen so perfekt aus und obendrein noch so super aufgelöst.
Gruß Klaus

Hallo zusammen
@Michael
Diese Actinocyclus hast du wieder klasse abgelichtet.
Ist zwar jetzt etwas kurz nach deinem Fund, aber ich habe heute auch eine mir unbekannte Diatomee in dieser Probe gefunden.
Mit einem 60er Plan Objektiv abgelichtet. Mit einem APO wäre es bestimmt besser geworden.
Über eine Bestimmung würde ich mich freuen.
  Gruß von Siegfried

Hallo,

@ Klaus:
Die Bilder mache ich meistens mit dem modifiziertem 40er. Im Prinzip ist unter der untersten Objektivlinse ein Glasscheibchen (DG) mit 3mm Durchmesser angebracht. Es ist ledeglich
Luft, kein Wasser oder Einschlussmittel. Ich mache Fotostacks und werden danach bearbeitet.

@Siegfried.
Diesen Diatomeen Stapel habe ich auch schon öfters gefunden.  Ich denke es könnte ich um "Paralia" handeln. Schau mal hier (Zeile 64 / Nr. 2 )
http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/dunkirk-index.htm (http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/dunkirk-index.htm)

LG
Michael

Danke Michael, für deine schnelle Antwort, damit kann ich etwas anfangen.
Siegfried, auch ich habe diese "Rollen" schon des Öfteren gefunden, glaubte aber das es sich um Paralia sulcata handelt.
Gruß Klaus

Hallo Michael und Klaus
Ihr habt recht. Ich habe auch noch einmal gegoogelt, und die Gürtelbandansicht dieser Diatomeen  gefunden.
Und der Durchmesser passt auch zur Draufsicht.
Da bin ich jetzt trotzdem mit meiner Aufnahme zufrieden, im Vergleich mit den Bildern dort. Natürlich REM Aufnahmen ausgeschlossen.
    Gruß von Siegfried

Hallo Siegfried,

Ich finde es schwierig, die Oberflächenstruktur deines Bildes in diesem Stapel zu interpretieren. Könntest du mal ein einzelnes Bild hochladen?
Mein erster Gedanke war Ellerbeckia, wenn die Oberfläche recht strukturlos ist.

Viele Grüße, René

Hallo Michael,
ich habe einmal schnell was ausprobiert und dies ist das Ergebniss. Vermutlich muss ich noch sehr viel experimentieren bis es besser wird.
Die Diatomee habe ich auf den Objektträger mit einem Marderhaar platziert, dann mit einem Bürolocher ein Stückchen Papier gelocht und das über der Diatomee platziert. Nun noch ein Deckglas drauf und dann gestackt. Sicher in zu großen Schritten, aber es sieht völlig anders aus wie bei "eingelegten" Objekten.
Siehe die Fotos.
Inzwischen habe ich etwas experimentiert, schon etwas besser. Schauen wir einem was mit vorhandener Technik noch geht.
Ich habe Durchlicht und Dunkelfeld probiert, beim Dunkelfeld war alles überstrahlt......
Gruß Klaus

Hallo Rene'
Ich habe mal ein Hellfeld Bild von der besprochenen Diatomee oben mit angehängt,wo ich meine, man erkennt die Oberflächenstruktur gut.
Es ist ein Ausschnitt. Im DIC mit meinem 60er Objektiv ist die Auflösung nicht gut. leider.
   Gruß von Siegfried

Ha Siegfried, das ists!
Grüße, René

Halo Rene und Sigi,
evtl. kann ich auch noch etwas dazu beitragen mit den REM Bildern die ich erhalten habe:
Paralia sulcata im REM.
lg
anne

Hallo Anne und Rene'
Danke für euere Hinweise und Bilder. Nach meinen bisherigen Sichtungen auch im Hellfeld, tippe ich wie Michael und Klaus auf Paralia sulcata,
und nicht auf Ellerbeckia. Es war nur schade, daß ich diese Diatomeenkette auf einem Streupräparat fand, welches noch von meiner ersten Aufbereitung stammte.
Ich will nun beim Auslesen darauf achten, ein solches Teil zu separieren und evtl. mal mit meinem Olympus DPlan100 zu fotografieren. Wenn etwas brauchbares rauskommt, melde ich mich.
     Gruß von Siegfried
Hello Anne and Rene'
Thank you very much for your tips and pictures. After my previous sightings, also in brightfield, I also suspect, like Michael and Klaus, that it is Paralia sulcata,
and not Ellerbeckia. It was just a pity that I found this diatom chain on a scattered carrier of my first approach.
I will now endeavour to separate such a part and possibly photograph it with my Olympus DPlan100. If something useful comes out of it, I will let you know.
     Greetings from Siegfried

Translated with www.DeepL.com/Translator (free version)

Wow, with this amount of detail it's hard to believe this is fossil material, Anne!
Who is your EM technician, or are you nowadays going round the EM-lab yourself?

Best wishes, René

Dear Rene,
yes it is, the original sample from Dunkirk from Bill Dailey, in unbelievable good condition!
I am very grateful for the recordings that a dear friend has made for all of us here. Through his recordings I have gained much understanding in the morphology and in addition they are particularly outstanding recordings in the quality.
best
anne

Hallo zusammen,

nun ich habe auch mal ein Versuch gewagt,  eine "Paralia" ins Bild zu setzen.


Gruss
Michael

Hallo Michael
Ja, die Paralia abzulichten ist dir gut gelungen, besser als mir. Aber das fotografische Dokumentieren der Funde ist das Eine, das Entdecken immer neuer Diatomeen Spezies das Andere.
Beides macht uns Freude, und gerade diese Probe ist reich an verschiedenen Species. Es gibt noch viel zu tun. Die Gürtelbandansichten sind wieder ein neues Gebiet worauf wir unser Augenmerk richten. Hier nochmals vielen Dank an Anne und Bill für die Uberlassung und Zusendung dieses Materials.
   Gruß von Siegfried
PS: die Paralia im anderen Tread gefällt mir persönlich noch besser.

Hallo zusammen,

@Siegfried: Danke für deine Worte. Die Kolonie ist sehr dicht, ich denke da wäre wohl Einschlussmittel besser. Dennoch habe ich es so probiert.  Was ich noch finden will ist eine Paralia Scheibe
ohne das die verhakt sind also so wie im ersten REM. Ist aber schwer zu finden.


@all
Hier habe ich noch eine "Triceratium distinctum" Sie fällt aud das die sehr spitze Spitzen hat.


Gruss
Michael

Hallo,

ich habe hier eine sehr grosse sattelförmige Diatomee in der Probe finden können.  Auf dem Schaubild ist die nicht zu finden, ebensoo nicht bei den REM Bildern.
http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/dunkirk-index.htm (http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/dunkirk-index.htm)
Das Bild ist ein schneller Stack aus ein paar Fotos.


Hat die jemand von Euch auch in der Probe, evtl auch nur Bruchstücke?  Ich weis nicht woher die kommen soll.
Wenn dan wäre die definitiv ein Extra Präparat wert.


Gruss
Michael

Lieber Michael,
das wäre Surirella spiralis ......, ob die wohl aus der Dunkirk Probe ist?
lg
anne

Hallo,

ich halte diese Diatomee für ein Exemplar von Iconella hibernica oder, wie sie früher bennant wurde, Campylodiscus hibernicus.

Eine Surirella spiralis sieht anders aus, siehe das Bild in der Anlage. Die Diatomee stammt aus einem wunderschönen Legepräparat von Dr. Ralf Nötzel.

Viele Grüße!

Rainer

Lieber Rainer,
sicherlich magst Du recht haben, aber auch die S. spiralis sieht aus unterschiedlichen Blickwinkel recht unterschiedlich aus.

https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=7315.0

oder hier:

https://images.cnrs.fr/photo/20200071_0001

oder hier:
https://www.diatoms.biol.pmf.hr/wp-content/uploads/2015/07/Surirella-spiralis2.jpg

lg
anne

P.S. warum schreibst Du die Namen in fett?

Hallo Anne,

mit der fett- und kursiv-Schreibung der botanischen Namen habe ich mich an den Gebräuchen in der Bestimmungsliteratur orientiert. Es macht meiner Meinung nach den Text etwas übersichtlicher.

Ich bin mal gespannt, ob wir das Bestimmungsproblem lösen können.

Viele Grüße!

Rainer

Hallo,

@anne
Diese habe ich bei der grossen Siebung mit bei gehabt. Bevor ich mit der Bearbeitung begonnen habe, habe ich alles gründlich unter heissem fliessendem Wasser mit Spüli
gespült. Ich weis also nicht woher die kommen könnte.  Dennoch bezweifle ich das die aus Maryland stammt. Erst wenn weitere Fragmente ode ganze Auftauchen,
auch von den anderen Mitsuchenden, ziehe ich es in Erwägung.
Werde diese dennoch bei Seite legen und ein Präparat draus machen, aber ohne Ortsbestimmung.


Gruss
Michael

Lieber Rainer,
das ist eine Gruppe von Diatomeen bei der Ihr "Frankfurter" viel tiefes Fachwissen habt, ich habe nur meine erste Vermutung geäußert aufgrund von einigen Abbildungen im Vergleich. Sicherlich liegst Du richtig, ich bin bei diesen Exemplaren nur Laie.
lg
anne

Hallo zusammen!

Ich konnte sie noch nicht bestimmen. Leider sind die Helicon-Stack-Ergebnisse unschön geraten, daher wollte ich das Ergebnis ursprünglich nicht herzeigen.

Ich muss erst das Backup der Einzelbilder wieder einspielen (Dropbox), mal sehen (ist schon 3 Wochen her) ...

Liebe Grüße

Jakob

Hallo zusammen,


Auch bei dieser Probe habe ich mich mit dem "Abfall", also dem dekantiertem Wasser beschäftigt. Dazu habe ich ein nomales Streupräparat mit Pleurax angefertigt. Ebenfalls habe ich ein wenig von dem Wasser auf ein OT trocknen lassen. Darauf habe ich ein DG gelegt, also kein Medium verwendet. Manchmal sieht man in dem "Luftpräparat" mehr.
In dem kleinstem Material befinden sich auch einige interessante Formen.
Es ist auch die Diatomee enthalten, von der Bill am Anfang ein Bild eingestellt hat. https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=45912.msg338693#msg338693 (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=45912.msg338693#msg338693)
Im Meinem Fall ist es das 3. Bild in der ersten Reihe.

Gruss
Michael



Hello everyone,


With this sample, too, I dealt with the "waste", i.e. the decanted water. For this I made a normal spread preparation with Pleurax. I also let a little of the water dry on an OT. I put a DG on top of that, so didn't use any medium. Sometimes you can see more in the "air preparation".
There are also some interesting shapes in the smallest material.
Also included is the diatom Bill posted a picture of at the beginning. https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=45912.msg338693#msg338693 (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=45912.msg338693#msg338693)
In my case it is the 3rd picture in the first row.

Greeting
Michael

Hallo Michael,

eine schöne Zusammenstellung dieser kleinen Schönheiten!

LG
Manfred

Hallo zusammen,

Hier eine weitere Zusammenstellung kleinster Diatomeen aus Dunkirk. Deren Bezeichnung lass ich erst einmal, da ich mit der Bestimmung nicht sicher bin.
Die stammen ebenfalls aus dem "Abwasser" vom Diatomeen reinigen.


Gruss
Michael

Hallo in die Runde,

auch ich kann mich glücklich schätzen, von Anne eine Probe erhalten zu haben. Danke dafür, Anne :)

So als einen Sonnengruß in den Frühling zeige ich euch diese fein filigrane Diatomee.

Mit sonnigen Grüßen
Bernd

Toll!
Hat was nucleares (https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/a/ae/Nuclear_symbol.svg) ist aber wahrscheinlich sehr knusprig mit Orangengeschmack  :P

Grüße
Martin

That's a wonderful image Bernd! It almost brings on the urge to throw my "merely optical" microscopes in the trash  :)

Hallo Bernd,
danke für diesen farbenfrohen Ostergruss!

Hallo Michael,
könntest Du zu Deinen kleinen Diatomeen eine Grössenangabe machen?
Die Bilder sind toll!
lg
Anne

Hallo,

@Bernd
Das ist mal wieder ein tolles Bild !

@Anne
Die Grössenangabe ist unten rechts ( 5 µm ) .  Zu jeder Diatomee gibt es natürlich ein Einzelbild mit Massangabe, das setz ich sofort mit rein, wenn ich mit dem stacken etc.
fertig bin. Manche sind wirklich sehr selten. Ich habe eine Fläche von ca 18x18 mm betropft und nach dem es trocken war, durch gesehen. Da war nur eine einzige rautenförmige
Diatomee (12) zu finden.


LG
Michael

Hallo Michael,
das hatte ich übersehen. Also ist Dein Sieb ca. 30my?
Ja Nummer 11 und 12 sind mir auch aufgefallen.
lg
Anne

Ja, das kleinste Sieb hat 25 µm Maschenweite.

Michael very,very nice!
Bill

Danke für eure netten Komentare!

Ich hoffe es wir euch hier nicht zu bunt, wenn ich noch einen gefärbten, centrischen Kandidaten aus Annes hier im Forum verteilten Probe zeige ;)

Zitat von: Beatsy in April 10, 2023, 16:24:51 NACHMITTAGS
It almost brings on the urge to throw my "merely optical" microscopes in the trash  :)

Steve, as an "electron microscopist" I envy you light microscopists when I look at the transparent quartz beauties in the stereo microscope, nothing can beat that.

LG
Bernd

Hallo Bernd,
mache dir nur keine Gedanke ob uns die Bilder zu bunt werden.
Es deprimiert zwar den Lichtmikroskopnutzer   :'( , aber die REM- Aufnahmen zeigen so wunderbare Details die wir vorher nicht einmal ahnen konnten.
Bitte weitermachen.
Gestern habe ich einmal wieder einen Tropfen der geschüttelten, nicht gerührten, Probe eingedampft und ohne Deckglas betrachtet.
Dabei fand ich eine relativ große Diatomee die ich nicht zuordenen kann. Es ist keine Coscinodiscus Lewisianus, deren Foto ich hier nocheinmal zum Vergleich mit anhänge. Die Aufnahme ist ohne Deckglas in Luft gemacht.
Gruß Klaus

Hallo zusammen
Ich war ein paar Tage unterwegs und sehe nun viele neue Funde als Foto dargestellt.
@Michael-Herrliche Aufnahmen von deinen kleinen Schönheiten.
@Bernd-Bin wieder begeistert von deinen REM Bildern, du bringst Farbe in diesen Dunkirk Tread.
@Klaus-Versuch macht klug, aber ein guter Anfang mit einem Diatomeen-Luftpräpartat.
   Gruß von Siegfried

Hallo zusammen,


Hier habe ich eine Triceratium robustum einmal mit Gürtelband und Aufsicht.



Gruss
Michael

Hallo Michael
Die Triceratium spec. hast du sehr schön dokumentiert. Bei dieser herrlichen Probe aus Dunkirk kommt es uns ja in erster Linie darauf an, die Artenvielfalt zu zeigen.
Und wenn dann noch solch schöne Dokufotos herauskommen, ist dies bestimmt auch ein Anreiz für andere Mikrfoskopfreunde sich mit diesen Schönheiten der Natur zu befassen.
Man muß ja bedenken, was wir hier zeigen, ist schon Millionen Jahre alt.
     Gruß von Siegfried

Hallo Michael,

das Triceratium hast du mit deinem Mikroskop perfekt abgebildet.

Im Angesicht deiner Bilder würde dir ein REM keinerlei Sinn bringen, es würde dich nur unnötig Nerven und Zeit kosten ;)

LG
Bernd

Hallo liebe Runde,

anbei ein paar Ergebnisse. Diesmal etwas weniger farbig.  ;) Beim Bestimmen geht es mir zumindest etwas besser, allerdings bin ich mir bei Actinoptychus-Exemplaren manchmal unsicher.

Die Skalierungen sind teilweise nicht durchgeführt, denn ich habe erst etwas spät bemerkt, dass die abgespeicherten Maße nicht stimmen können, wenn man einen Auflichtkondensor (natürlich mit ausgeschwenktem Spiegel/Filterblock) am Mikroskop hat. Es ergibt sich ein Vergrößerungseffekt. Aber ich werde da schon noch Ordnung schaffen ... :)

Ach ja, einige notwendige Chemikalien sind endlich geliefert worden. Das Reinigen von Proben geht jetzt hoffentlich leichter ...

Liebe Grüße

Jakob

Hallo Jakob,

Was deine Bilder angeht, hast du ein Quantensprung gemacht. Die Bilder gefallen mir.


LG
Michael

Zitat von: Michael K. in April 21, 2023, 11:27:30 VORMITTAG
Hallo Jakob,

Was deine Bilder angeht, hast du ein Quantensprung gemacht. Die Bilder gefallen mir.


LG
Michael

Hallo Michael,

ich danke Dir sehr für dieses Lob. Wenn so etwas von Dir kommt, hat das schon Gewicht bzw. eine Qualität, behaupte ich mal. Selbstverständlich werde ich mich aber angesichts Deines wirklich tollen Kompliments NICHT auf diesem ,,ausruhen" (mit stolz geschwellter Brust oder so ähnlich ... :) ;) ). Obwohl ich mich wirklich darüber freue!

Zur Zeit bemühe ich mich mikroskopisch und fotografisch Schritt für Schritt zu verbessern. Noch ist da viel Luft nach oben offen. Aber dieses Hobby macht Freude!


Danke nochmals, Michael, liebe Grüße

Jakob

Hallo Bernd,

Vielen Dank für den Kommentar.

ZitatIm Angesicht deiner Bilder würde dir ein REM keinerlei Sinn bringen, es würde dich nur unnötig Nerven und Zeit kosten ;)

Wobei ein REM sicherlich interessant ist, aber der Aufwand ist nicht ohne und ich kann mir vorstellen das es bei der Arbeit damit auch "Tricks" gibt die man sich
nach und nach erarbeiten muss.  Selbstbau scheidet da definitiv aus  ;)

LG
Michael

Hallo Jakob,

sehr schön Deine Aufnahmen. Das erste Foto lässt mich etwas ratlos zurück, die weiteren Bilder zeigen eine gute Auflösung und sind Dir gut gelungen! Weiter so!

Liebe Grüße
Manfred

Zitat von: Manfred Melcher in April 21, 2023, 20:13:53 NACHMITTAGS
Hallo Jakob,

sehr schön Deine Aufnahmen. Das erste Foto lässt mich etwas ratlos zurück, die weiteren Bilder zeigen eine gute Auflösung und sind Dir gut gelungen! Weiter so!

Liebe Grüße
Manfred

Servus Manfred,

danke für Deine netten Worte. Ich weiß das zu schätzen!

Tja, das erste Bild. Ich bin da etwas ratlos. Einige Arten hatte ich zwar in Verdacht, aber mich irritiert die Dicke dieses Objekts. Aber das werde ich schon noch herausfinden. Die Auflösung ist auch etwas gering, denn die Aufnahme wurde mit dem LOMO 40 × gemacht und beschnitten. Das 100er wäre besser gewesen.

Aber ich komm schon noch drauf, was für eine Art das ist. Hoffentlich ... :) Hilfe von Euch zur Bestimmung ist bitte selbstverständlich jederzeit willkommen!


Liebe Grüße

Jakob

Hallo zusammen,

Ich weis nun nicht ob auch Legepräparate hier rein gehören, wenn nicht verschiebe ich es in "Zeigt her eure...."
Es nur ein relativ schnell gelegtes Bild, weil ich wissen wollte wie sich gewisse Mittel verhalten. Es sind nur die kleineren Diatomeen gelegt worden.
Hier aber erst mal die 2 Bilder die mit einem einfachen 5x Objektiv und einer Vergrösserung von 1,6 am Trinotubus gemacht worden sind.
Für das 10er war der Kreis schon zu gross und stitchen wollte ich jetzt auch nicht.
Das erste ist mit schiefer Beleuchtung, das 2. ist HF invertiert.


LG
Michael

Zitat von: Michael K. in April 22, 2023, 18:34:34 NACHMITTAGS
Hallo zusammen,

Ich weis nun nicht ob auch Legepräparate hier rein gehören, wenn nicht verschiebe ich es in "Zeigt her eure...."
Es nur ein relativ schnell gelegtes Bild, weil ich wissen wollte wie sich gewisse Mittel verhalten. Es sind nur die kleineren Diatomeen gelegt worden.
Hier aber erst mal die 2 Bilder die mit einem einfachen 5x Objektiv und einer Vergrösserung von 1,6 am Trinotubus gemacht worden sind.
Für das 10er war der Kreis schon zu gross und stitchen wollte ich jetzt auch nicht.
Das erste ist mit schiefer Beleuchtung, das 2. ist HF invertiert.


LG
Michael

Servus Michael,

mir gefallen beide Varianten sehr gut. Die einzelnen Exemplare passen wirklich schön zueinander, von der Peripherie bis ins das Zentrum. Damit erzielst Du eine stimmige Wirkung!

Das invertierte Bild ist erstklassig.

Für eine endgültige Präsentation bleibt zwecks guter Auflösung immer noch das Stitchen optional.

Irgendwann werde ich auch einmal das Legen von Diatomeen versuchen. Für den Anfang drei nebeneinander, nicht mehr. :)

Eher größere Formen, meine ich, denn ich möchte es unter dem Stereomikroskop (20-fach) machen. Allerdings muss ich mich erst mal ein wenig Einlesen, denn allein schon über das dafür notwendig (zu bastelnde?) Werkzeug weiß ich bislang gar nix ... ;)

Noch eine Kleinigkeit zum von Dir verwendeten Objektiv, bitte, Michael:

Es ist ein Achromat, oder? Die leichten Vignettierungen (erste Abbildung) sind wirklich nicht schlimm. Gut!

Ich suche nämlich ein gut abbildendes Objektiv mit einer Vergrößerung zwischen 1- bis 3 ×. Plan abbildend wäre ideal, muss aber nicht sein.

Hättest Du diesbezüglich bitte einen Tipp bzw. eine Empfehlung? (gilt bitte für Euch alle)

Mir ist bei 4 ×- bis 8 × Objektiven natürlich bereits aufgefallen, dass solche etwas heikel bezüglich der Beleuchtung sind. Ich bemerke sogar Unterschiede bei der Verwendung von veschiedenen Kondensoren gleicher (!) Apertur (MIT abgeschraubter bzw. ausgeschwenkter Frontlinse / eingeschwenkter Zusatzlinse unten).

Vielleicht gibt es so etwas wie etwas gutmütigere Lupenobjektive ...  ;) :)

Liebe Grüße, schönes Wochenende Euch allen!

Jakob

Hallo Jakob,

Ich hätte es auch genauer legen können, aber was wäre, wenn beim Einschluss  einige davon schwimmen würden? Ich würde mich grün ärgern.
Was das Objektiv angeht, ist es ein einfaches 5er Objektiv die es früher bei grossen Versandhäusern gabe (Quelle, Neckermann usw.) zu kaufen gab.
Ich habe auch ein 3,2er Semiplan (Zeiss Jena) aber das hat das Bild nicht komplett ausgefüllt. Das habe ich bei ebay gefunden.
Was die Beleuchtung bei dem Objektiv angeht, muss ich eine Linse auf den Leuchtfeldaustritt legen, damit das Bild komplett aufgeleuchtet ist.
Das nächste werde ich genauer legen, und dann muss ich es auch stitchen, um bessere Bilder zu bekommen.


LG
Michael

Hallo und einen schönen Sonntag,
heute fand ich diese "viereckige" Diatomee in 2 verschiedenen Präparaten.
Es ist ein Stack von einem getrocknenten Präparat in Luft. Die Qualität, naja...
Ich konnte die Form in meine Unterlagen nicht finden.
Aber wozu haben wir denn dieses Forum.
Gruß Klaus

Hallo Klaus,

Für mich sieht es aus wie ein Bruchstück, ich hatte auch so etwas aber das waren die Kanten alle gebrochen.  Vielleicht machst du mal ein SW Bild ohne die Aperturblende
so weit zu zu ziehen.

LG
Michael

Hallo Michael,
da werde ich ordentlich suchen müssen. Ich habe da mehrere luftgetrocknete Deckgläser. Wenn ich es wieder finde werde ich es noch einmal versuchen.
Wie gesagt mir fiel die 4eckige Form auf.
Vielleicht bekommen wir ja noch raus was es ist.
Gruß Klaus

Ich habe das Objekt wieder gefunden.
Die Aufnahmen sind mit einem einfachen 60x Achromaten gemacht.
Vielleicht hilft es ja weiter. Die Poren scheinen sich auch am Rand nach unten hinzuziehen.
LG Klaus

Hallo zusammen,

Hier habe ich eine  -Odontella weissflogii- in Auf- und Seitenansicht.


@Klaus:
   Ich habe gestern versucht so eine quadratische zu finden, leider ist mir sowas nicht aufgefallen. Quadratische scheinen in der Probe eher sehr selten zu sein.



LG
Michael

Hallo zusammen
Ich war ja nun schon einige Zeit nach Ostern hier etwas inaktiv. Es wurden seitdem wieder viele neue Funde gezeigt.
Auch das Legepräparat von Michael ist sehenswert. Ja, das Legen von Diatomeen hat mich nach Ostern auch sehr befasst und andere Dinge auch.
Ich habe ebenfalls nach einem Klebegrund gesucht, welcher mit Pleurax harmoniert.
Ich habe zwar auch als Grundlage einen PVA kleber genommen, aber den (Top-Kleber von Stylex) und auch andere Mischverhälltnisse.
Dieser Kleber ist kristallklar und auch nach dem Mischen und Eindecken mit Pleurax und Erhitzen auf 130Grad bleibt er klar.
Aber dazu in einem späteren Beitrag, wenn ich auch ein kleines Legepräparat fertig habe.
Für mich war das alles sehr zeitaufwendig und ist schon fast in Arbeit ausgeartet, was ich eigentlich bei meinen Hobby vermeiden wollte.
Stundenlang und dann immer wieder Rückschläge, das ist schon manchmal frustrierend.
Beim Aussuchen der Diatomeen ist mir wieder eine neue Species untergekommen.
Zwar auch eine Actinoptychus wie die mit dem Moire Effekt,
https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=45912.msg338980#msg338980
aber doch wieder eine ganz andere. Siehe die Poren und kein Moire Effekt.
   Gruß von Siegfried

Hallo zusammen,

leider bin ich in den letzten zwei Monaten beruflich und privat sehr eingespannt gewesen,
daher hab ich eure Bilder und Aktionen nur still genossen.
Auch von mir nochmals Dank an Anne für die tollen Proben.
So bin ich erst vor einer Woche dazu gekommen ein paar Streupräparate zu erstellen
(Dank an Sven Kötter der mir ein wenig Naphrax organisiert hat).

Die Proben sind einfach super.

Ich hab bis jetzt erst 2 Objektträger gesichtet und meine Festplatte meldet jetzt schon Bedenken an. :)

Ich hoffe mit meiner Bestimmung liege ich nicht so ganz daneben (Bildunterschrift),
freue mich über jede Korrektur.

Viele Grüße
Matthias

PS: Alle Aufnahmen mit einem Jenaval,
       Nikon Z6
       Objektiv 50x/95 GFPlanapo,
       Stack aus 15- 25 Bildern

Hallo Matthias,

Das sind gute Bilder, aber wenn ich stacke sind es nicht selten 60 Bilder anders erreiche ich die Bildqualität nicht.  Und ja, auch meine HDD meldet Bedenken an. Musste schon einiges auslagern...
Aber schau dir auch mal die allerkleinsten Diatomeen an, die findest du im Wasser vom Dekantieren, falls du das noch hast.  Grundsätzlich halte ich immer etwas
"Abwasser" zurück. Es ist ja auch Diatomeen Material, nur halt mit sehr kleinen Arten.


@Siegfried:

ZitatFür mich war das alles sehr zeitaufwendig und ist schon fast in Arbeit ausgeartet, was ich eigentlich bei meinen Hobby vermeiden wollte.
Stundenlang und dann immer wieder Rückschläge, das ist schon manchmal frustrierend.

Ja, es artet in Arbeit aus und Rückschläge sind normal, gehört dazu. Anders kommt man nicht zu einem Ergebnis. Aus Fehlern lernt man -erst recht-. Da heisst es dran bleiben und weiter machen.


LG
Michael

Hallo Matthias,
tolle Bilder! Es ist eine Freude diese anzuschauen.
Du hast auch selbst gereinigt? Das sieht sehr perfekt aus. Bist Du nach den Methoden vorgegangen die hier beschrieben wurden?
lg
anne

Hallo zusammen,

vielen Dank für euer Lob
und entschuldigt bitte meine doch recht späte Antwort, so ganz ist der Stress bei mir noch nicht vorbei.

@Anne:      Die Diatomeen sind selbst gereinigt. Erst ein paar Frostdurchgänge, danach Danklorix und Natron.
                   Anschließend dekantiert und ein paar mal gesiebt (20µ).
                   Im Endeffekt so wie hier im Forum beschrieben.

@Michael: Zu den Kleineren komm ich erst später, hab zur Zeit leider keine möglichkeit einen vernünftigen Lackring zu setzen.
                  (Oder weiß einer von Euch ob Naphrax beständig gegen Immersionsöl ist?)
                 
Da ich leider nicht das Können von Michael habe die Diatomeen in zwei Ebenen zu fotographieren
bleibt mir für die räumlich Darstellung leider nur die Hoffnung Sie leicht angekippt im Präparat zu finden oder ein Bruch um ihr hinteres zu sehen.
Bei dem dritten Bild bin ich mit der Bestimmung leider nichts geworden, wenn jemand einen Tip für mich hätte...

Viele Grüße

Matthias

PS: Technik wie in meinem ersten Beitrag

Hallo Diatomeenfreunde,

ich möchte mit Eurer Schwarmintelligenz eine Frage klären, die sich mir beim Betrachten meiner Funde gestellt hat. Es ist mir ab und zu aufgefallen, dass bei Coscinodiscus (genauer kann ich sie nicht bezeichnen), sich der Rand an mehreren Stellen verjüngt hat. Irgendwann habe ich genauer drauf geachtet und festgestellt, dass dies keine Ausnahme sondern die Regel darstellt. Was ich zunächst für einen individuellen Artefakt hielt, scheint sich als festes Merkmal dieser Art herauszustellen. Es sind immer 2 dieser Randverengungen, die in einem Winkel von ca. 85° zueinander stehen. Kennt jemand den Sinn oder die Ursache dieser Ausbildung?

Ich hoffe Ihr könnt mir meine Beobachtung erklären und sie durch eigene Beobachtungen bestätigen.

Liebe Grüße
Manfred

Hallo zusammen,


Ich beschäftige mich ab und zu mit dem Material.  Ich bin mir fast sicher, das diese noch nicht gezeigt wurde. Es handelt sich um eine "Triceratium Kaini Schultze"
(5 / 18 ). Es ist mit dem 40er Objektiv mi einem trockenem Exemplar aufgenommen worden.


Gruss
Michael

Hallo,

Hier ist noch eine Species, die ich erst jetzt gesehen habe. Es handelt sich dabei um eine "Pseudauliscus radiatus (Bailey)"
Siehe hierzu auch das REM:  http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/file/pages/_Dunkirqx1300_JPG.htm (http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artfeb23/Dunkirk-diatoms/file/pages/_Dunkirqx1300_JPG.htm)
Die scheint selten in dem Materal zu sein.


Gruss
Michael

Da paßt meine kleine Actynoptychus sicher auch gut dazu. Material direkt von Bill.
Plan Neofluar 63/1,2 W Korr. + DIC , mit HF in Schräglage verrechnet.

Grüße
Peter

Hallo zusammen,
nachdem auch ich eine Probe von Anne erhalten hatte, nochmals danke dafür, möchte ich auch einen kleinen Fund aus ungereinigter, nur mehrmals tiefgefrorener Probe zeigen.
Die leider nicht vollständige Actynoptychus ist 178 µm im Durchmesser groß, so konnte ich da auch ein paar Details mit meinem Mikroskop im einfachen Auflicht (Ringlicht) und offenem Objektträger herauskitzeln.
Gestackt wurden die Einzelbilder erst mit Helicon Fokus, anschl. nochmal das Ergebnis mit einer Tonwertanpassung mit ACDSee optimiert und beschnitten / verkleinert.

LG Frank

Zitat von: Nochnmikroskop in August 21, 2023, 21:12:09 NACHMITTAGS
Hallo zusammen,
nachdem auch ich eine Probe von Anne erhalten hatte, nochmals danke dafür, möchte ich auch einen kleinen Fund aus ungereinigter, nur mehrmals tiefgefrorener Probe zeigen.
Die leider nicht vollständige Actynoptychus ist 178 µm im Durchmesser groß, so konnte ich da auch ein paar Details mit meinem Mikroskop im einfachen Auflicht (Ringlicht) und offenem Objektträger herauskitzeln.
Gestackt wurden die Einzelbilder erst mit Helicon Fokus, anschl. nochmal das Ergebnis mit einer Tonwertanpassung mit ACDSee optimiert und beschnitten / verkleinert.

LG Frank

Hallo Frank, hallo zusammen,

Das ist Dir wirklich gut gelungen, dass die Exemplare etwas beschädigt sind, ist absolut nicht schlimm. Die ,,gläserne" Beschaffenheit der Schalen kommen sehr gut zur Geltung. Ich finde, dass die Gesamtwirkung sehr subtil wirkt. Auch die Kontraste hast Du sehr angenehm behandelt. Kompliment!

Liebe Grüße

Jakob

Hallo,
leider bin ich erst sehr spät auf diesen spannenden Thread gestoßen, möchte aber nicht versäumen, ein Bild aus meinem bescheidenen Diatomeen-Archiv beizutragen.
LG
Päule

Hallo Manfred,

 Deine im Beitrag Nr. 308 mitgeteilte Beobachtung der Verjüngungen am Rad der Coscinodiscus sp. kann ich bestätigen. Die Aufnahme erfolgte mit einem Planapo 10/0,32, mit den Optovar zweimal nachvergrößert.
Vielleicht meldet sich noch ein Diatomeenkundiger.

Viele Grüße!

Rainer

Hallo Rainer,

vielen Dank für die Bestätigung meiner Beobachtung!
Ich dachte schon, es kommt überhaupt keine Reaktion auf meinen Beitrag. Ich bin auch gespannt, ob wir von kundiger Seite eine Erklärung bekommen.

Liebe Grüße
Manfred

Hallo Manfred,

von kundiger Seite kam heut der Hinweis auf "Schmidt's Atlas der Diatomaceen-Kunde", Tafel 63, Nr. 12 und Nr. 13.
Nr. 12 ist Coscinodiscus asteromphalus, Nr. 13 Coscinodiscus biangulatus, mit zwei Winkeln im Innenrand, die einen Viertelkreis einschließen. Das stimmt ja so etwa. Das Zentrum sieht bei beiden Arten etwas anders aus. Es gibt noch die Art Coscinodiscus asteromphalus biangulatus, wenn Herr Ringel eine Literaturstelle gefunden haben wird, wird sie nachgeliefert.
Ein Ausschnitt aus Schmidt's Atlas ist beigefügt.
Auf der Seite über die Oamaru-Daitomeen (https://www.oamarudiatoms.co.uk/photo_5463568.html#photos_id=5463568) ist auch eine Abbildung von Coscinodiscus asteromphalus zu finden, die Verjüngungen sind aber nur zu erahnen, dafür sieht das Zentrum der Schale aus wie bei meiner Schale aus Dunkirk/Maryland.
Über die Funktion der Verjüngungen kann ich nichts sagen.

Viele Grüße!

Rainer

Hallo Rainer,

Vielen Dank für Deine Nachforschungen!
Wenn man diese Verjüngungen das erste Mal sieht, denkt man an Missbildungen. Aber nach mehrmaliger Beobachtung, wollte ich diesem Phänomen gerne auf den Grund gehen.

Liebe Grüße
Manfred

Hallo Manfred,

 heut kam ein wunderschönes Präparat aus GB an, beschriftet mit "Coscinodiscus biangulatus". Ich hab mal mit dem 25er Planapo eine Übersichtsaufnahme gemacht, die mit gimp invertierte Aufnahme habe ich daneben montiert.

Viele Grüße!

Rainer

Hallo Rainer,

ich bin zwar kein Lateiner, aber das "biangulatus" dürfte sich auf diese Einkerbungen (Winkel) beziehen und wäre hiernach sogar ein Bestimmungsmerkmal.

Vielen Dank für die Bilder und die Aufklärung!

Liebe Grüße
Manfred

Hallo,

 Herr Ringel hat von Dr. Straub (CH) eine Photographie von Coscinodiscus asteromphalus var. biangulatus Cleve & Möller (Durchmesser 255 µm), Präparat Nr. 215 (Cleve und Möller) zugeschickt bekommen.  Die beiden Einbuchtungen (bei kurz vor 12h und bei 03h) am Rand und die typische Struktur in der Mitte sind deutlich erkennbar.

Viele Grüße!

Rainer