Hallo,
Lizonia baldinii ist ein Ascomycet und lebt als Bryoparasit auf Polytrichum. Dort befällt er im Besonderen die Antheridienstände und bildet seine schwarzen Fruchtkörper in deren Hüllblätter. Die befallenen Antheridienstände verfärben sich gelblich/ braun. Darin kann man schon im Feld die kleinen schwarzen Fruchtkörperchen erkennen.
Ich zeige Bilder vom Lebensraum, mikroskopische Merkmale von P. formosum und P. alpinum und ein Bild mit dem bitunikaten Ascus und den Sporen von
L. baldinii als Objekt für ein Vergleich mirkospischer Kontrastverfahren.
§ 1 Murgtal Landschaft 900 .jpg
am Standort sieht man die gelblichen Antheriedienstände
§ 5 Murgtal Poytrichum 900 .jpg
Blattquerschnitt von P. alpinum
§ II P. alpinum Blatt quer 900 .jpg
Blattquerschnitt von P. formosum
§ III P. formosum Blatt quer Lamellen 900 .jpg
Wir sehen die Lamellenendzellen li. bei P. alpinum papillös und re. bei P. formosum glatt.
§ IV Polytrichum LammellenEndz. 900 .jpg
Die Fruchtkörperchen liegen in den Hüllblättern der Antheridienstände.
§ V Polytrichum Antheridienstand FK 900 .jpg
Bei L. baldinii befinden sich in einem Ascus 16 Sporen. Der Ascus ist bitunicat. Wir sehen hier nebeneinander die mikroskopischen Kontrastverfahren Phasenkontrast, Hellfeld und DIC, alle im Durchlicht.
§ VII L. baldinii Asci PH, D-H, DIC 900 copy.jpg
Gruss Arnold Büschlen
Unglaublich, lieber Arnold,
was Du alles findest, und wie Du Deine Schätze aufbereitest.
In diesem Fall könnte sogar ich theoretisch Erfolg haben, wenn ich Deiner Suchanregung folge: https://www.pilze-deutschland.de/organismen/lizonia-baldinii-pirotta-d%C3%B6bbeler-1978
Viele Grüße,
Heiko
Ausgezeichnet, sowohl vom Informationsgehalt, der Technik als auch von der Ästhetik her.
Sehr schöner und wertvoller Beitrag.
Hallo Arnold,
klasse gemacht und traumhaft bebildert - Kompliment!
Gruß
Peter
Hallo Arnold
Wieder ein erstklassiger Beitrag. Meine Bewunderung für deine Kenntnisse, deine Präparation, deine Art des Rüberbringens und natürlich auch für deine mich sehr ansprechenden Mikrofotos. Besser geht nicht. Einfach Spitze. Ist nicht jedem gegeben. ::)
lg von Siegfried
Danke euch Allen für eure wertschätzenden Worte!
Viele Grüsse
Arnold
Hallo Heiko,
ähnlich wie auf Frullania finden sich auch auf Polytrichum verschiedene z.T. hochspezialisierte Bryoparasiten. Es lohnt sich am Stereomikroskop auf gesammeltem Material nach Fruchtkörperchen zu suchen. Im Besonderen auf den Blättern zwischen den Blattlamellen ... klein, aber fein ;)
Viele Grüsse
Arnold
Hallo Arnold,
phantastisch! Schade, dass ich den Beitrag erst jetzt "entdecke".
Hast du die Blattquerschnitte nach deiner manuellen Methode mit Objektträger, Deckglas und Rasierklinge gemacht?
Wie bekommst du dabei beide Hände frei zum Schneiden? Rutscht das Deckglas dabei nicht weg?
Wichtige Zusatzfrage: Wenn du ein stark eingerolltes Moosblatt quer schneiden möchtest, sagen wir vom Gabelkzahnmoos Dicranum scoparium (oder von Dicranodontium denundatum), wie schaffst du es, dass es beim Schneiden flach liegt?
Viele Grüße
Bernd
Hallo Bernd,
danke für dein nachfragen!
ZitatHast du die Blattquerschnitte nach deiner manuellen Methode mit Objektträger, Deckglas und Rasierklinge gemacht?
Wie bekommst du dabei beide Hände frei zum Schneiden? Rutscht das Deckglas dabei nicht weg?
Ja, diese Blattquerschnitte habe ich am Stereomikroskop auf dem OT, in Wasser und mit DG abgedeckt mit der Rasierklinge geschnitten. Wichtig:
- ich richte den OT auf der Einlegeplatte in der Richtung N/S aus und setze mit einem Tropfen Wasser den OT auf der Einlegeplatte fest. (Adhäsion)
- auf dem OT gebe ich einen kleinen Tropfen Wasser, darin richte ich das zu schneidende Blatt aus und decke es mit einem grossen >18x18mm DG ab. Dabei schaut der Blattspitz von mir weg unter dem DG hervor. Ich sauge mit Papier am DG Rand überstehendes Wasser weg bis das DG festsitzt.
- nun führe ich die Rasierklinge mit beiden Händen und schneide, kontrolliert in kleiner Vergrösserung beginnend von der Blattspitze bis ich am DG Rand anstehe dann schiebe ich das DG etwas zurück um weiter zu schneiden.
- Das Schnittgut schiebe ich in einen kleinen Wassertropfen, sortiere am Stereomikroskop nach gross und klein, dick und dünn und dann wird der Tropfen mit dem Schnittgut mit dem DG abgedeckt und mikroskopiert.
- Wenn es nicht um chlorophylhaltige Zellen geht, verwende ich sehr gerne Chloralhydrat als Eindeckmittel oder Hoyers Lösung. Damit werden die Deuter, Stereiden und Begleiterzellen klar und mit Wärme (Feuerzeug!) können Lufteinschlüsse ausgetrieben werden.
Alles klar? ;)
Grüsse Arnold
Danke Arnold!
Das werde ich so ausprobieren und das Ergebnis hier präsentieren.
Was ich noch nicht hinbekomme, das ist, das Blättchen bis in die Spitze hin flach auszubreiten, damit auch saubere Querschnitte durch die Blattspitze gelingen. Kennst du oder kennen andere Moos-Freunde eine Lösung dieses Problems? Danke im Voraus.
Viele Grüße
Bernd
Hallo Bernd,
ZitatWas ich noch nicht hinbekomme...
Da steht eine Frage im Raum: warum schneide ich? Um Fragen zu beantworten die der Bestimmung dienen? Dann ---> so gut wie nötig. Um Ergebnisse für eine Dokumentation zu erhalten? Dann ---> so gut wie möglich.
Welcher Bestimmungsschlüssel fordert das quer schneiden des Blatts von "Kopf bis Fuss "?
Hier beschreibt Ralf Wagner seine Arbeitsweise: https://www.lichenes.de/technische-informationen/
Grüsse Arnold
Hallo Arnold,
z.Zt. benutze ich die Moosflora in der 2. Aufl. von Frahm/Frey (1987).
Die Schnitte benötige ich zum einen zur Bestimmung und natürlich zum anderen zur Dokumentation.
Für die Bestimmung sind Schnitte durch den oberen Blattbereich einschl. Spitze wichtig, um zu entscheiden,
ob die Rippe bis in die Spitze reicht, ob sich im Spitzenbereich Laminazellen befinden und ob die Blattspitze mamillös ist oder nicht.
Viele Grüße
Bernd
Hallo Arnold,
hier mein erster Schnitt, natürlich stark verbesserungswürdig! Zur Bestimmung reicht er aber eventuell:
Dicranaceae, x40, 800x_b.JPG
- Rippenbreite etwa 1/3 der Blattbreite
- Rippe sowohl ober- als auch unterhalb der Deuterzellenreihe je 1 weitere Zellreihe
- Rippe mit ventralen und dorsalen Stereiden
Viele Grüße
Bernd
Hallo Bernd,
ich finde den Schnitt schon mal sehr gut. Die Bestimmungsmerkmale sind erkennbar. Moose schneiden scheint totale Übungssache zu sein. Ich selbst plage mich damit sehr, andererseits haben Moose halt auch ihren sehr speziellen Reiz.
Sollte sich das Blatt rollen, würde ich es einfach gerollt schneiden.
Hallo Bernd,
dieser Schnitt zeigt aus meiner Sicht alle gefragten Merkmale die zum bestimmen nötig sind.
Wenn du solche Schnitte mit Chloralhydrat eindeckst, wirst du mit ganz grosser Wahrscheinlichtkeit positiv überrascht sein.-
Aus meiner Sicht möchte ich aber hier in diesem Thread nicht mit der Schneidetechnik bei Dicranaceae weiterfahren. Dies hat gar nichts mit L. baldinii zu tun.
Grüsse Arnold
Danke für eure netten, positiven Kommentare. Die nächsten Schnitte (Chloralhydrat-Eindeckung) werden sicher viel besser.
Viele Grüße
Bernd