Hallo zusammen,
ich zeige hier ein paar Aufnahmen von Spross-Querschnitten eines im Wald gesammelten Efeus (Hedera sp.).
Alle Schnitte stammen aus demselben Spross, Schnittdicke ca. 70 µm.
Der Hauptzweck der Schnitte war reines Schneide-Training – die botanische Perfektion stand also nicht im Vordergrund 😄
Zusätzlich habe ich hier zum ersten Mal einen gebleichten (Chlorix+h2o)Schnitt gefärbt, in diesem Fall mit Methylenblau. Zum Vergleich sind auch native Präparate dabei.
Die Bilder wurden unter verschiedenen Beleuchtungstechniken aufgenommen,je nach Methode verändern. Damit es auch was Zusehen gibt
Anmerkungen, Verbesserungsvorschläge zum Schneiden oder zur Färbung nehme ich gerne mit – Übung macht bekanntlich den Meister 😉
Viele Grüße
Daniel
IMG_9714.jpeg
Hellfeld, Panorama, methylenblau
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2 hellfeld, MethlBl.
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3 pol, meth.bl.
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Dic Meth.Blau
Mehr Bilder
IMG_9723.jpeg
5 native, Fluoreszenz, ext470nm
PC250093.jpeg
6 native, Fluoreszenz, ext470nm
PC250088.jpeg
7 native, Fluoreszenz, ext470nm
IMG_9719.jpeg
8 Dic natives unfixiertes Mat.
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9 Panorama, HF natives Mat.
IMG_9724.jpeg
10 Pol, natives Mat. Panorama
Der Rest 🙂
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11 native, Fluoreszenz, ext470nm (Falschfarben für Farbenblinde, obs das bringt ist noch nicht geklärt,)
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12
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13
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14 (12-14 natives Material, dic)
Anbei noch der Versuch einer Beschriftung:IMG_9720.jpeg
Wie man sieht ist ein Fragezeichen gesetzt worden, wer kann zu den rosafarbenen Zellen was sagen?
Liebe Grüße Daniel
(Bild getauscht um Fehler zu entfernen)
Lieber Daniel,
Efeu eignet sich gut für die ersten Versuche. Wenn Du ihn jetzt im Freiland erntest, hast Du oft ein gewisses Problem mit dem Turgor, das heißt, dass die Schnitte leicht reißen, weil die Pflanze nicht mehr so im Saft steht.
Für die Beurteilung wäre es gut, wenn Du
- die Bilder durchnummerieren könntest (dann kann man besser Bezug nehmen)
- schreibst, welches Verfahren/ Färbung etc. Du im jeweiligen Bild zeigst
- die Schnittdicke angibst
- einen ungefähren Durchmesser des Schnittes angibst
Zu der Beschriftung drei Anmerkungen:
Dein XY ist das Markparenchym, das Xylem befindet sich in der dunklen Zone rindenwärts. Eine genaue Unterscheidung von Phloem, Kambium und Xylem ist bei den gezeigten Bildern schwierig durchzuführen. Natürlich wäre da eine Standardfärbung (z.B. FCA nach Etzold) gut geeignet, um diese Zellverbände zu differenzieren.
Ich bin mir nicht sicher, ob hier tatsächlich ein Phellem vorhanden ist oder ob das einfach nur die Epidermis ist.
Bei den pinken Zellen würde ich auf Gerbstoff-Idioblasten tippen. Hedera helix ist reich an Phenolen und Tanninen, so dass es möglicherweise Tannin-Zellen sein könnten. Das ist allerdings spekulativ, weil ich nicht weiß, was die Grundbedingungen dieser Aufnahme sind (Färbung, Verfahren etc.)
Schöne Grüße
Peter
Lieber Peter,
Danke für die Hinweise zur Aufarbeitung. Ich habe gestern noch mehr geschnitten da werde ich das gleich einfließen lassen🙂
Die Schnittdicke war immer 70um. Hier zeige ich aber immer den selben Schnitt. Das führt ja zu dem von dir eingangs erwähnten Thema: die Schnitte sind gerne gerissen 🫣 (die Fichte war gutmütiger😉)
Ich werde mal weiter recherchieren ob es eher Idoblasten oder Tannin Zellen waren.
Nochmals vielen Dank für deine Mühe☺️
Liebe Grüße aus Vorarlberg,
Daniel
Ps: meine Beschriftung basiert auf dem Tollen Beitrag: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=45379.0
Und mein Etzold liegt noch beim Händler🫣🤣
Lieber Daniel,
die Beschriftung von Hans-Jürgen (Bild 12) ist natürlich (!) korrekt, vergleiche die Bilder noch einmal, dass wirst Du sehen, dass Du das Markparenchym (MP) als Xylem (XY) bezeichnet hast.
Idioblasten und Tannin-Zellen habe ich synonym verwendet ;)
Nach wie vor fände ich es gut, wenn Du Aufschluss darüber geben würdest, unter welchen Voraussetzungen die sehr unterschiedlichen Bilder entstanden sind.
Schöne Grüße
Peter
Hallo Daniel,
finde ich sehr gut, wenn Du die Schnippler-Fraktion verstärkst!
Wie Peter bereits erwähnt hat, ist der Winter nicht die ideale Zeit für dieses Hobby. Wenn im Frühjahr alles im Saft steht, gelingen die Schnitte leichter. Allerdings finde ich 70µm zu dick, da liegen vielfach mehrere Zelllagen übereinander, was Luftblasen nach sich zieht. Außerdem wird es dann wegen der geringen Schärfentiefe schwierig, bei höheren Vergrößerungen Aufnahmen zu machen. 30-35µm wäre besser. Das sollte mit Deinem neuen Mikrotom auch gut gehen, wenn die Probe das hergibt. Welches Messer nimmst Du zum Schneiden? Stark ziehende Schnitte können das Leben leichter machen.
Wenn Du zur Motivation einen schnellen Erfolg benötigst, kannst Du es mit Rosengewächsen versuchen (Brombeersträucher, Wildrosen, Himbeeren, ...). Wenn man da einen halbwegs jungen Spross nimmt, klappt das Schneiden fast immer.
LG
Jürgen
P.S.: Falls Du Färbemittel brauchst, kann ich Dir etwas schicken (Acridinrot, Astrablau, ...)
Zitat von: Peter T. in Dezember 26, 2025, 18:23:27 NACHMITTAGSdie Beschriftung von Hans-Jürgen (Bild 12) ist natürlich (!) korrekt, vergleiche die Bilder noch einmal, dass wirst Du sehen, dass Du das Markparenchym (MP) als Xylem (XY) bezeichnet hast.
Nach wie vor fände ich es gut, wenn Du Aufschluss darüber geben würdest, unter welchen Voraussetzungen die sehr unterschiedlichen Bilder entstanden sind.
Schöne Grüße
Peter
Vielen Dank, ich habe meine Beiträge bearbeitet..... Wenn du mir weiter so gut Hilfst bin ich in einem Jahr eh ein brauchbarer Teilzeit Botaniker 😉
Hallo Jürgen,
Schnellen Erfolg muss ich nicht haben..... Ich denke etwas leiden darf man schon beim erlernen dieser Fertigkeiten 😂 Und die Fluoreszenzaufnahmen entschädigen mich ja zuverlässig ☺️
Die Schnitte waren extrem ziehend. Hier habe ich eine Rasierklinge ausprobiert. Das mit den Luftblasen habe ich tatsächlich so beobachtet wie von dir beschrieben. Dünnere Schnitte waren nicht drin (viel Dickere gingen gut😅) jetzt liegt die Probe in Ethanol, Glyzerin Essigsäure mal schauen wie sie nach dieser Fixierung sich verhaltet..... ich Probier momentan allerlei aus und finde so raus was geht und was nicht.
Danke für die Tipps, dann kann ich schon nach neuen Opfern Ausschau halten
Hallo Daniel,
ich bin auch schwer davon angetan, dass Du die Botaniker-Fraktion hier erweiterst. So viele sind wir in der Tat nicht. Auch sehr schade ist, dass wir aktuell keinen "gelernten" Botaniker an Bord haben, der in Zweifelsfällen hilft. Es macht aber (zumindest mir) sehr viel Freude, sich die nötigen Kenntnisse anzueignen.
Wie auch immer, ich gebe gern meinen Senf dazu.
(In dem einen Bild ist auch noch die falsche Zuordnung (XY) zu sehen.)
Schöne Grüße
Peter
Lieber Peter,
Das Bild habe ich stehen gelassen damit man deine Ausführungen nachvollziehen kann. Er ist ja nur noch als Datei dabei.
Mir macht es auch Spaß Neues zu lernen. Auch die Wertschätzung für eure Beiträge steigt enorm wen man weiß wie viel Arbeit es ist einen Schnitt zu erstellen, färben und dann noch in einem Beitrag aufzuarbeiten.
Das Bild das du gestern bei Facebook gesehen hast was ja ein Panorama aus 9 Bildern☺️
Ich bleib dran, auch wenn ich euch nicht als Botaniker dienen kann.... Vlt locken wir mit eineiigen guten Bildern ja einen an🤪
Liebe Grüße Daniel
Hallo Daniel,
ich bin einfach gebügelt, was man aus einem einfachenSchnitt herausholen kann! Mein Favorit ist definitiv das Bild unter der Beschriftung 7 native, Fluoreszenz, ext470nm
Wahnsinn!!
Vielen Dank nochmals für die Ringe; ich hab sie auch so weitergereicht. Große Freude für Alle (Weihnachten halt).
Liebe Grüße und viel Gesundheit für´s Neue Jahr
Wolfgang
Hallo Wolfgang,
Ich dachte du schon du bist böse auf mich da du auf keine PN geantwortet hast🫣
Ich werde später noch einen Beitrag erstellen bei dem sind die Fluoreszenzaufnahmen noch grandioser🙂
Liebe Grüße und auch dir ein Frohes neues Jahr,
Daniel
Hallo Daniel,
ZitatIch dachte du schon du bist böse auf mich
das sei mir ferne!
Im Gegenteil: wie sagt der Österreicher: Gschamster Diener!
Dir und den Deinen noch ein gutes und gesundes Neues Jahr
Wolfgang
Hallo Wolfgang,
Den Ausruck kenn ich gar nicht, das müssen andere Österreicher sein😂🤣
auch dir und deiner Familie alles gute und Liebe im neuen Jahr😊
Hallo Daniel,
du machst große Fortschritte,
Färbung und Schnitte o.k. (bei 70 Mikrometer liegen einige Zellschichten übereinander)
Die kleine Luftblasen in den Übersichtsaufnahme stören mich ein wenig.
Weiter so.
Gruß
Hans-Jürgen
Hallo Hand Jürgen,
Die Luftblasen stören mich auch, wie vermeide ich die am besten bei frischem Material?
Danke für den Zuspruch 😊
Daniel
Hallo Daniel,
deine Frage: ,,wie vermeide ich Luftblasen"
Als Eindeckmittel verwende ich ,,Euparal".
Deckglas auf einen Stempel legen
Einen Tropfen Euparal auf das Deckglas.
Objektträger mit dem gefärbten Schnitt auflegen.
-siehe Foto-
(https://www2.pic-upload.de/img/37566025/20251229_103614.jpg)
Viel Erfolg.
Gruß
Hans-Jürgen
Lieber Daniel,
Deine Efeu-Aufnahmen findest Du jetzt auch in der Botanik-Liste.
Schöne Grüße
Peter
Zitat von: Hans-Jürgen Koch in Dezember 29, 2025, 11:13:37 VORMITTAGHallo Daniel,
deine Frage: ,,wie vermeide ich Luftblasen"
Als Eindeckmittel verwende ich ,,Euparal".
Deckglas auf einen Stempel legen
Einen Tropfen Euparal auf das Deckglas.
Objektträger mit dem gefärbten Schnitt auflegen.
-siehe Foto-
(https://www2.pic-upload.de/img/37566025/20251229_103614.jpg)
Viel Erfolg.
Gruß
Hans-Jürgen
Danke für den Tipp, aber ich arbeite da momentan ein bisschen anders:
Der frische Schnitt wird in Wasser untersucht. Dann gebleicht und gefärbt (alles in Wasser!) und dann in PVA eingedeckt (ein Versuch ob das klappen könnte....... ich vermute das es nicht dauerhaft stabil bleibt. Aber bei der aktuellen Qualität ist das kein Schaden)
Lg Daniel
Danke Peter 🙂💪 und dein Beitrag heute war auch wieder sehr spannend 🙂