Hallo Zusammen,
Ich möchte hier meinen ersten histologischen Versuch überhaupt vorstellen – entsprechend war der gesamte Prozess für mich ein praktisches ,,Learning by doing".
Als Ausgangsmaterial diente ein halbes Herz einer Regenbogenforelle. Die Fixierung erfolgte in einem Ethanol/Eisessig-Gemisch, anschließend wurde die Probe für einige Tage in 70 % Ethanol gelagert. Die Überführung in PEG habe ich schrittweise über destilliertes Wasser durchgeführt, bevor die Probe schließlich in reinem PEG 1500 vollständig infiltriert wurde. Der gesamte PEG-Prozess wurde relativ zügig in etwa 2,5 Stunden umgesetzt, was für einen ersten Versuch bewusst pragmatisch gewählt war.
Das Ausgießen des Blocks verlief problemlos, und ich konnte anschließend am Schlittenmikrotom meine ersten Schnitte anfertigen. Geschnitten wurde mit 10 µm unter Verwendung einer Einwegklinge. Allein das Einstellen des Mikrotoms und das Gefühl für den Schnitt waren eine interessante Erfahrung – hier gibt es definitiv noch viel zu lernen.
Die Färbung erfolgte klassisch mit Hämatoxylin. Anschließend wurden die Schnitte mit Wasser gebläut, in Isopropanol gespült und schließlich in Euparal eingedeckt.
Dafür, dass es sich um meinen allerersten Block und meine ersten histologischen Schnitte handelt, bin ich mit dem Ergebnis zufrieden. Es konnten bereits grundlegende Strukturen des Fischherzens erkannt werden, auch wenn natürlich noch Optimierungspotenzial besteht – insbesondere bei der Prozessführung im PEG und der Schnittqualität.
Für mich war dieser Versuch ein spannender Einstieg in die Histologie, und ich freue mich darauf, die Technik weiter zu verfeinern.
Liebe Grüße Daniel
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Also Wärme Quelle diente ein Ultraschallbad
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Werkzeuge
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Fertiges Block in Form
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Ich war beim rausnehmen etwas ungeduldig
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Das Ergebnis
Das sieht doch super aus!
Hallo Daniel,
Das sieht sehr beeindruckend aus.
Nicht schlecht für den allerersten Versuch.
Ans Schnibbeln (weder histologisch noch botanisch) hab ich mich noch nicht herangetraut.
Dein tolles Ergebniss spornt an.
Beste Grüße Holger
Hallo Thomas,
Danke für das Lob☺️
Hallo Holger,
Ich bin recht zufrieden mit dem Ergebnis. Mittlerweile wurde mir zugetragen ich hätte die Färbelösung filtern müssen aber das Ergebnis sei für das Recht schwierige Objekt ziemlich gut😅 ich kann dich nur ermuntern es selbst zu versuchen.
Liebe Grüße Daniel
Ps.: der komplette Prozess ist Grün und verzichtet auf problematische Substanzen!
Ich liefere noch ein paar Bilder nachIMG_9994.jpeg anilin blau
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Eosin
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Methylenblau nach löffler
IMG_0015.jpeg
Lieber Daniel,
vielen Dank für Deinen Beitrag zur Herstellung von Schnitten durch das Herz einer Forelle!
Zunächst möchte ich Dich gerne fragen, ob Du als Ziel der Präparation einzelne Muskelfaserbündel oder aber die
Gewebestruktur des Herzens im Ganzen darstellen wolltest?
Die Frage stellt sich, weil Du die Herzstücke mit einem Gemisch aus Essigsäure und Alkohol behandelt hast. Ein
derartiges Gemisch ist eigentlich keine Fixierung, sondern eher eine Form der Konservierung, bei dem der Essig-
säureanteil quellend und der alkoholische Anteil entwässernd aber auch schrumpfend wirkt. Das entsprechende Verhältnis
beider Anteile muss objektabhängig aufeinander abgestimmt sein, um eine optimale Darstellung des Replikes des Ur-
sprungsgewebes zu erhalten. Bei einer Fixierung werden die zellulären Strukturen und Organellen mit einem Fixans, im
zoologisch-histologischem Bereich in der Regel Formalin oder Glutardialdehyd, vernetzt, so dass ihre Raumanordnungen
festgelegt sind und sich auch bei einer anschließenden alkoholischen Entwässerung weitgehend erhalten. Neben dem
strukturellen Erhalt ist die Wahl des richtigen Fixans bzw. eine sachgemäße Fixierung auch entscheident für das
histologische Färbeverhalten. Nicht fixierte oder fehlerhaft fixierte Gewebe zeigen häufig ein atypisches Färbebild,
dass z.B. an Schittkanten auftritt, bei denen Sauerstoffkontakt zu lytischen Veränderungen an den Gewebekanten geführt
hat. Bei einer Fixierung ist zu empfehlen, das Fixans vor einer Einlage des Gewebes auf ca. 4 Grad Celsius runter zu
kühlen um eine Lyse zu vermeiden bzw. zu verringern. Dies gilt besonders für Organe, die einen retikulären Aufbau
(Organe des Fisches, Milz der Maus, usw.) besitzen. Zum Beispiel sollte bei einer Präparation einer Maus die Milz als
erstes entnommen werden. Fazit hier: Solltest Du dich für die zoologische Histologie entscheiden, wirst Du an Formalin
nicht vorbei kommen.
Ging es Dir in Deiner Arbeit aber um eine alleinige Darstellung der Muskelfaserbündel, kann man so vorgehen, wie Du es
getan hast: Die Essigsäure wirkt hierbei quellend und leicht mazerierend, so dass die Muskelfaserbündel aus ihrem Ge-
webeverband gelöst und dabei anschwellen. Diese Eigenschaft wird u.a. auch zur Darstellung von Chromosomen genutzt.
Dabei geht aber das Gesamtbild des Gewebes mit den Raumlagen verloren, dass aus Muskelfaserbündeln, Blutgefäßen,
Fettzellen, usw. bestehen kann. Beim Herzmuskel, ein Sonderfall der quergestreiften Muskulatur, ist vor allem
für den Anfänger die Gesamtarchitetur schwer zu erkennen, da die Verlaufsrichtungen der Muskelfasern wechseln
und nicht geordnet erscheinen, anders verhält es sich bei einem Schnitt durch einen quergestreiften Skelett-
muskel.
Du beschreibst, dass Du Stücke des Forellenherzmuskels in Polyethylenglykol eingebettet hast. Polyethylenglykol
besitzt in Abhängigkeit von der molekularen Masse eine unterschiedliche Wasserlöslichkeit aber auch ein
unterschiedliches Quellungsverhalten. Diese Verhaltenweisen von Schrumpfung (thermoplastisches Verhalten beim
Erstarren) und Quellung wirkt auf das einzuschließende Gewebe ein. Bei einer fehlenden Fixierung (Vernetzung) treibt
die Quellung die Gewebeanteil auseinander. Aus diesem Grunde sind PEG-Einbettungen nur für Strukturen geeignet, die
eine feste, inneren Gewebestruktur besitzen, wie z.B. Sprosse von Pflanzen. Für die meisten zoologischen Gewebe sind
PEG-Einbettungen nicht geeignet (als Ausnahme sei hier die Gefrierschnittechnik benannt). Aber auch hier gibt es
Ausnahmen:
PEG-Einbettungen sind das Mittel der Wahl wenn z.B. entkalkte Hartgewebe wie Knochen, Knorpel, Sehnen oder
Zähne geschnitten werden müssen. Wichtig ist hierbei, dass bei Verwendung von EDTA als Entkalkungsmittel, das Salz/das
Kristallisat vollständig aus dem Hartgewebe ausgewaschen wird, da ansonsten eine "Rückkristallisation" von EDTA im
Gewebe droht, die zu ähnlicher Schnitthärte führen kann, wie die zuvor vorhandenen natürliche Inkrustierung
mit Calciumhydroxylapatit. Da im Verbund PEG-Hartgewebe, Wasser enthalten ist, liegen die entkalkten Hartgewebe vor
dem Schnitt in einem hydratisiertem, leicht gequollenem Zustand vor und sind so z.B. mit D-Messern schneidbar, ein
Zustand, der weder durch eine Paraffin- noch durch eine Kunststoffeinbettung erreicht werden kann.
Ein weiterer Nachteil der PEG-Einbettung besteht darin, dass die Schnitt sich nur schwer auf Objektträger aufziehen
lassen, dabei häufig zerfallen und in der Regel nicht klebbar sind. Bei einer anschließenden Wässerung und Färbung der
Schnitte auf Objektträgern schwimmen sie ab und sind somit nicht einschließbar.
Nun noch ein Wort zum Laborgerät: Mit einem heizbarem Ultraschalbad einzubetten ist sicher keine gute Idee, da die
Ultraschallgeräte, auch wenn heizbar, nicht für einen Langzeitbetrieb ausgelegt sind. Ich würde immer empfehlen, ein
Blockheizgerät mit Einsätzen zu verwenden. Diese Geräte werden häufig zu günstigen Preisen gebraucht angeboten und
haben den Vorteil, das Glasgefäße unterschiedlicher Größen (verschraubbare Reagenzgläser im Milliliterbereich bis
Apothekengläser bis 50 ml) eingestellt werden können, Paraffin sich darin aufschmelzen lässt und temperaturkonstant
gelagert werden kann. Ein Paraffinwechsel ist unproblematisch. Die Objekte können entnommen und eingebettet werden.
Die Paraffin-Gebrauchsansätze werden dekantiert und die Gebinde mit neuen Paraffinpellets gefüllt. Auf diese Weise
sammeln sich keine paraffinverschmutzten Gläser im Labor, die nur schwer und unter Lösungsmitteleinsatz gereinigt
werden können. Zudem wirken überstehende Röhrchen- oder Glashälse als Paraffinfalle, so dass keine
Paraffindämpfe in das Labor austreten können. Abraten möchte ich Dir in jedem Fall vom Gebrauch von Wärmeschränken zur
Paraffineinbettung. Diese sind bereits nach kurzem Gebrauch ,,versaut" und lassen sich nicht mehr vollständg
reinigen!
Als Fazit bleibt, zu sagen: Solltest Du dich für die zoologische Histologie entscheiden, führt kein Wege an einer
Formalinfixierung und einer Paraffineinbettung vorbei. Ich vermute, dass Deine Präparation sich stark an der
botanischen Histologie orientiert hat. Bei einer Entscheidung für die zoologische Histologie muss in verschiedener
Weise investiert werden (Zeit, Geld, Arbeitsplatz, Chemikalien, usw.). Dass das auch mit geringem Aufwand möglich
ist, ist im Forum schon mehrfach bewiesen worden!
Ich wünsche Dir weiterhin viel Erfolg und bin gespannt für was Du dich auf Dauer entscheiden wirst.
Herzliche Grüße!
Dieter
Guten Morgen lieber Dieter,
vielen Dank für deine ausführliche Antwort auf meinen Beitrag 🙂
Ich fühle mich wirklich geehrt, dass du dir die Zeit nimmst, einem absoluten Anfänger wie mir so fundiert weiterzuhelfen und dein Wissen so offen zu teilen.
Zum Thema Formalin habe ich dir eine PN geschickt.
Ergänzend dazu: Ich finde es auch spannend zu sehen, wie stark sich eher problematische Stoffe in solchen Prozessen reduzieren lassen. Prinzipiell hätte ich bei dieser Fixierung auch über Paraffin gehen können, allerdings hätte das den Einsatz von Xylol erfordert – und damit wäre der gesundheitliche Vorteil für mich dahin gewesen. Insofern war dieser Ansatz für mich die bessere Wahl. Du hast aber völlig recht: Das Vorgehen ist stark an die botanische Technik angelehnt. Die Zeiten beim Einbetten müssen jedoch deutlich verkürzt werden, sonst ist das Gewebe am Ende eher ,,gar" 🥳
Mein Ultraschallbad hat sich dabei als recht gut geeignet erwiesen. Die Temperatur ist einstellbar (und von mir auch überprüft worden), und die Ultraschallfunktion lässt sich deaktivieren – was ich in diesem Fall auch getan habe. Einen Wärmeblock hätte ich ebenfalls zur Verfügung, allerdings nur für kleine Rundküvetten. Eine bessere Alternative habe ich bisher noch nicht gefunden, aber ich bleibe dran 🙂
Wohin die Reise geht, weiß ich ehrlich gesagt noch nicht genau. Im Moment probiere ich einfach vieles aus – aus Neugier, Forscherdrang und auch ein wenig aus Langeweile. Das Herz der Forelle (und andere Gewebe) eignet sich für mich gut, da ich als Fischer selbst Zugriff darauf habe und die Proben die nötige Frische mitbringen. (Das Tier selbst hat übrigens hervorragend geschmeckt 🥳) Es werden sicher noch weitere Versuche und auch andere Verfahren folgen.
Auf jeden Fall bin ich sehr froh, dich im Forum zu haben. Es ist wirklich wertvoll, wieder jemanden mit so viel Expertise dabei zu wissen – das hilft uns ,,Bastlern" ungemein weiter. Nochmals vielen Dank für die vielen Anregungen ☺️
Liebe Grüße
Daniel
Ergänzend eine Frage:
was ist zu bevorzugen, Laborwasserbad oder Dryblockheater?
Wärmeplatten hätte ich sogar 2 da, da müsste ich ja nur aluheizbklöcke bauen/kaufen☺️
Zu der Frage was ich zeigen wollte: Ich habe erst nach dem schneiden in mein Histologiebuch geschaut. Und mein Ergebnis mit dem verglichen. Auch sieht man an der Hämatoxylin Färbung das ich zum bsp das Filtern vergessen habe und das m.E auch überfärbt ist.... Wie schon erwähnt das ist alles mal nur der erste Versuch🙈
Liebe Grüße Daniel
Lieber Daniel,
ein Wasserbad ist beim Arbeiten mit Polyethylenglykol ungeeignet, da Polyethylenglykol hygroskopisch, was
bedeutet, dass es Wasser aus der Dampfphase Deines Bades bindet.
Mit Bastelprojekten wäre ich vorsichtig. Eine solche Wärmequelle muss langzeitlich unbeaufsichtigt arbeiten
können. Diese Voraussetzung ist bei einem soliden Heizblockthermostat gegeben; ein Brand im Labor wäre sicher
eine Katastrophe.
Viele Grüße!
Dieter
Lieber Dieter,
Das Labor ist wie alle Zimmer mit Brandmelder ausgestattet. Dennoch verzichte ich gerne auf einen Brand🤪. Die Heizplatten die ich habe sind Laborgeräte die die Hitze von unten abgeben. Das halte ich für suboptimal daher Die Idee der Alukörper um die Hitze gleichmäßiger in die Probeflaschen zu bringen. Eventuell kann mir jemand einen Link zu einem ordentlichen Gerät senden, oder ein Foto seines damit besser verstehe wie die aufgebaut sind. Das das ich verwende für die Küvetten ist für den Aufschluss in der chemischen Analyse (Photometrie!)
Die Ausgeführte PEG Einbettung war in verschlossenen Kunstoffprobebehältern.
Liebe Grüße Daniel
Zitat von: Daniel Scheibenstock in März 22, 2026, 15:06:37 NACHMITTAGSDas halte ich für suboptimal daher Die Idee der Alukörper um die Hitze gleichmäßiger in die Probeflaschen zu bringen. Eventuell kann mir jemand einen Link zu einem ordentlichen Gerät senden, oder ein Foto seines damit besser verstehe wie die aufgebaut sind.
Hallo Daniel,
die von Dieter angesprochenen Blockthermostate finde ich auch sehr praktisch. Einerseits kann man sie problemlos unbeaufsichtigt "schmurgeln" lassen. Andererseits kann man mit vergleichsweise kleinen Probengefäßen (Rollrandgläser) arbeiten und so mit Kleinmengen an Chemikalien auskommen. Die Einsätze haben bei den meisten Herstellern identische Abmessungen, soviel ich weiß.
Ich habe für die Rollrandgläser einen kommerziellen Einsatz in Verwendung. Für das Aufschmelzen bzw. Warmhalten von Paraffin im kleinen Becherglas habe ich mir einen Einsatz fräsen lassen, siehe Bild unten. Das hat sich bis jetzt gut bewährt.
Man kann den Einsatz natürlich auch auf eine Heizplatte stellen, mit ein paar Kompromissen bei der Temperaturkonstanz innerhalb des Blockes.
LG
Jürgen
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Hallo Daniel und Mitleser/Mitdenker
Ich schreibe als jemand, der seit vielen Jahren sich theoretisch mit dem Einstieg in die zoologische Histologie befasst aber noch nichts in die Praxis umgesetzt hat.
Zum Thema Notwendigkeit von Aldehyden bei der Fixierung hat Dieter ja schon einiges geschrieben. Ich persönlich halte bei den klassischen Fixiermitteln das Formalin noch für ziemlich unproblematisch bei den Mengen, die man als Hobbymikroskopiker verwendet. Ich habe einen kleinen Vorrat an Paraformaldehyd. Damit lassen sich nach Bedarf kleinste Mengen "aktives Formalin" herstellen. Es gibt hier im Forum ja eine ausführliche Stellungnahme von Florian Stellmacher - also aus berufener Feder - zu seiner Meinung über den Einsatz von Formalin im Hobbybereich.
Bei den erwähnten klassischen Fixierungen wird ja noch mit Sublimat, Kaliumdichromat, Pikrinsäure, Osmium u.a. gearbeitet. Das ist für den Wohnungsbereich wohl tatsächlich nicht geeignet.....
Ich bin aktuell bei der Recherche zu Zink-Formalin als Ersatz für die Bouin-Fixierlösung mit Pikrinsäure. Verwendet wird Zinksulfat....also auch ein Bestandteil von Blumendünger und damit im Heimbereich wohl unproblematisch.
Aber jetzt nochmal zu deiner Aussage zur Notwendigkeit von Xylol bei Paraffin-Einbettung. Heinz Streble und Annegret Bäuerle beschreiben in ihrem Farbatlas "Histologie der Tiere" die Verwendung von Butanol als Intermedium. Zitat: "Butanol ist ein hervorragendes Intermedium und ersetzt Xylol, Toluol u.ä. komplett."
Außerdem schreiben sie: "..In eiligen Fällen kann Butanol selbst auch entfallen, da sich Propanol und flüssiges Paraffin mischen." Also geht es sogar auch nur mit Propanol als Zwischenmedium.
Somit ist in meiner Sicht eine Angst vor einer Paraffineinbettung im Heimbereich eigentlich nicht so richtig begründet....und ich hoffe in der nächsten Zeit meine ersten eigenen Proben in Paraffin einzubetten.
Zitat von: hebi19 in März 22, 2026, 16:05:09 NACHMITTAGSAber jetzt nochmal zu deiner Aussage zur Notwendigkeit von Xylol bei Paraffin-Einbettung. Heinz Streble und Annegret Bäuerle beschreiben in ihrem Farbatlas "Histologie der Tiere" die Verwendung von Butanol als Intermedium. Zitat: "Butanol ist ein hervorragendes Intermedium und ersetzt Xylol, Toluol u.ä. komplett."
Außerdem schreiben sie: "..In eiligen Fällen kann Butanol selbst auch entfallen, da sich Propanol und flüssiges Paraffin mischen." Also geht es sogar auch nur mit Propanol als Zwischenmedium.
Bob hat hier im Forum öfters Ergebnisse mit Isopropanol/Paraffin gezeigt:
https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=35948.0 (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=35948.0)
Man muss allerdings bedenken, dass sich Paraffin in Isopropanol nur bei erhöhter Temperatur (>40°C) löst. Wenn man nicht mit abgedichteten Gefäßen arbeitet, hat man überall einen Paraffinfilm auf den Geräten, da das verdampfende Iso Paraffin mitschleppt. Xylol wird man dennoch benötigen, wenn die Schnitte auf dem Objektträger von Paraffin befreit werden, bevor es ans Färben geht.
Wer also kein Xylol verwenden will, sollte eher an Ersatzmedien auf Basis von Limonen denken (Rotihistol).
Solange man halbwegs umsichtig arbeitet und die Arbeiten mit Handschuhen in einem gut belüfteten Raum durchführt, sehe ich keine wirklichen Probleme bei Paraffintechniken (Intermedien, Xylol, Rotihistol, ..). Mit zoologischen Schnitten habe ich allerdings nie gearbeitet, ich bin auf der Botanikseite gelandet, siehe z.B. (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=51424.0 (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=51424.0))
LG
Jürgen
Hallo zusammen,
vielen Dank für den vielen Input – das gibt mir wirklich zu denken (sehr positiv gemeint!).
@Jürgen: Vielen Dank für das Bild! Da war ich gedanklich also eh schon auf dem richtigen Weg – idealerweise sollte man wohl einen Trockenbad-Heizer einsetzen. An dieser Stelle muss ich auch mal sagen, dass deine Beiträge immer sehr inspirierend und motivierend sind, die eigene Technik weiter zu verbessern 🙂
@Martin und Jürgen: Das mit IPRO und Limonen als Ersatzstoffe habe ich ebenfalls gelesen. Ein schneller und vermutlich etwas zu schlampiger Versuch mit IPRO hat bei mir allerdings nicht funktioniert. Limonen sehe ich nicht als wirkliche Alternative zu Xylol, da es meiner Meinung nach ähnlich problematisch ist.
Zum Formalin: Das wird tatsächlich bei Koi-Karpfen eingesetzt ... verrückte Welt ???
liebe Grüße,
Daniel
Zitat von: Daniel Scheibenstock in März 23, 2026, 09:42:27 VORMITTAG....Das wird tatsächlich bei Koi-Karpfen eingesetzt ...
In der EU seit gut 6 Jahren (nach meiner Erinnerung) nicht mehr. International wohl schon. Aus den hiesigen Läden ist es verschwunden.
Malachitgrün-Lösung hat man beim Kölle-Zoo damals auch in Literflaschen kaufen können. Stand neben dem Formalin....
https://www.koi-andreas.de/shop/kusuri-formalin-30/?srsltid=AfmBOoo8A7qMihAyl1s76GcP3yMipMkw4z_8UWZpwnFseH1iaLfZbNFA
Angeboten wird es wohl doch noch....
Genauso wie das Malchitgrün...:
https://www.koi-andreas.de/shop/kusuri-acriflavine-und-malachite-green-premix/
Hallo Martin,
ist doch absurd nicht? Auch bei Amazon gibt es ein Gemisch mit Formaldehyd.... soll ich mich wundern oder ärgern?
Hallo Martin,
die beiden Produkte werden zwar angezeigt, aber die sind schon seit Jahren als nicht verfügbar markiert und können nicht bestellt werden.
Viele Grüße
Kay
Hallo Kai
Hätte mich auch gewundert....beim Kölle Zoo sind sie auch vor ein paar Jahren aus den Regalen geflogen.
Wobei ich heute in der Zoo-Abteilung vom Dehner Gartencenter war und da gabs Wasserstoffperoxid mit immerhin 12%. Preis lag bei knapp 12 € für 1 Liter....gab das auch im 5 Liter Kanister für knapp unter 45 €
Zitat von: Daniel Scheibenstock in März 23, 2026, 16:11:04 NACHMITTAGSist doch absurd nicht?
Hallo Daniel,
da gibt es nur eine Lösung: in die ferne Bundeshauptstadt fahren, um bei einem unserer Paraffinworkshops mitzumachen (etwas kurzfristig, der nächste ist am Samstag https://www.mgw.or.at/programmuebersicht/?category=16 (https://www.mgw.or.at/programmuebersicht/?category=16)) und danach groß bei Neuber's Drogerie (https://www.neubers-enkel.at/ (https://www.neubers-enkel.at/)) shoppen, um sich mit Formalin, Xylol, Essigsäure und Methylbenzoat einzudecken. Dort bekommt man das als Privatperson noch ;D
Jürgen
Hallo Martin,
Wasserstoffperoxid bis 12% ist frei verkäuflich 😉
Hallo Jürgen,
Danke für die Einladung von Vorarlberg aus ist mir das aber leider wirklich zu knapp☹️ Aber ich muss im Sommer eh mal wider nach Wien vlt. lässt sich ja was organisieren 🥳
Liebe Grüße Daniel
Hallo Jürgen,
ZitatWenn man nicht mit abgedichteten Gefäßen arbeitet, hat man überall einen Paraffinfilm auf den Geräten, da das verdampfende Iso Paraffin mitschleppt.
Ob man Butanol oder ISO als Intermedium verwendet, in beiden Fällen läßt man das Intermedium verdampfen(Möglichkeit 1).
Da nützt so ein Schnappdeckelglas nichts, es muss offen bleiben.
Oder tauscht ihr nach dem ISO/Butanol nach Zugabe von Paraffin das Paraffin einfach öfters(Möglichkeit 2)?
Die Frage, falls das Gefäß offen bleibt(und sei es nur leicht abgedeckt) ist jetzt: verdampft das Paraffin oder kriecht es.
Wenn es verdampft dann bräuchte man vermutlich einen LuftFilter, wenn man das Glas offen stehen läßt.
Wenn es kriecht, dann reicht ein Streifen Klopapier, das man bei Gelegenheit tauscht.
Liebe Grüße
Rudolf
Zitat von: rlu in März 24, 2026, 08:21:07 VORMITTAGOb man Butanol oder ISO als Intermedium verwendet, in beiden Fällen läßt man das Intermedium verdampfen(Möglichkeit 1).
Da nützt so ein Schnappdeckelglas nichts, es muss offen bleiben.
Hallo Rudolf,
wenn man mehrere Proben in den Schnappdeckelgläsern vorbereitet, hat man schnell 30-60ml Lösungsmittel in den Gläsern. Solche Mengen in relativ kurzer Zeit über die Raumluft abzudampfen ist aus mehreren Gründen keine gute Idee:
(1) Sicherheitsproblem wegen potenziell zündfähiger Gemische mit Luft
(2) Gesundheitsproblem. Intermedien wie Butanol sind in gasförmigem Zustand gesundheitsschädlich.
(3) Der Siedepunkt von Isopropanol liegt bei 82°C, das ist recht nahe an den 55-65°C. In diesem Temperaturbereich hantiert man bei Paraffineinbettung. D.h. es verdampft nennenswert Isoprop und zieht dabei die niedrigmolekularen Bestandteile des Paraffins sowie eventuelle Additive (z.B. DMSO) mit. Das Paraffin schlägt sich dann irgendwo nieder. Außerdem verändert man so ungewollt die Zusammensetzung des Paraffins, und entsprechend kann sich die Schneidbarkeit verschlechtern. Das ist wie beim Schnapsbrennen, da geht auch nicht nur das leichtsiedende Ethanol in die gasförmige Phase, sondern auch ein Teil des Wassers.
Deshalb ist es definitiv besser, die Proben jeweils in eine frische Menge des jeweiligen Lösungsmittels umzutopfen. Danach etwas warten und noch einmal in frisches Lösungsmittel überwechseln. Wenn am Ende der Prozedur die Blöcke weder nach Xylol noch nach Intermedium riechen, hat man sauber gearbeitet.
LG
Jürgen
Hallo Jürgen,
das klingt mehr als vernünftig.
Ich kann mich erinnern, dass bei manchen der Haussegen schief hing, weil der Geruch von Butanol so penetrant war.
Iso riecht eigentlich auch ziemlich heftig.
Die Frage ist halt nur, funktioniert das genauso gut, wenn man das Lösungsmittel/Intermedium nicht abdampfen läßt?
Wäre interessant, was Jako_66/Sven, Jürgens Harst, vmtl. DieterS., Gerhard/Rawfoto, Bob, Alf u.a. darüber denken.
Werde mir ein paar Schnappgläser(Schnappdeckelgläser) besorgen.
Habe gerade einen Schrank für unseren Verein lackiert, und da ging es auch darum, die geringste Geruchsbelästigung/Belastung zu erzeugen.
Wenn Schnappgläser, dann geht vmtl. auch ein Melag 80/85 Wärmeschrank.
Aufgabe: Außerdem muss in der Literatur, noch nach dem Auswaschen suche:
Noch eine Frage. Hast du die Proben in einen Käfig oder schüttest du nur ab, und das neue Paraffin/Butanol drauf? Oder fischt du mit einer Pinzette/Heber nach der Probe?
Liebe Grüße
Rudolf
Rudolf, meine einfachen Insektenparaffinpräparate habe ich entweder in Davidson ( ein AFE Gemisch ), oder in Formol fixiert. Geschlossenes Schnapsdeckelglas verwenden. Auswaschen, Überführen entsprechend Stiles in Butanol, Überführen in Stufen mit steigernder Konzentration in Paraffin.
Viele Grüße
Jürgen
Lieber Jürgen,
meintest Du wirklich Schnapsdeckelgläser?
Zu Schnappdeckelgläsern möchte ich noch einen kleinen Hinweis geben. Die Kunststoffdeckel der Schnappdeckelgläser neigen nach einer gewissen Zeit dazu, in der Falz (vor allem Innenfalz und nicht am Rand des Glases) rissig und somit undicht zu werden. Lagert man fixierte, in Alkohol verbrachte Gewebe/Organe längere Zeit ohne Kontrolle in einem solchen Glas können diese Risse zum "Trockenfallen" des eingelegten Materiales führen. Ich habe mir angewöhnt, die Gläser mit Deckel vorab zu prüfen, d.h. 70 bis 80%iges Ethanol einfüllen, Deckel auflegen und anschließend das Glas gestürzt auf eine Papierunterlage stellen. Wenn das Papier nach 5 Minuten nicht alkoholisch befeuchtet ist, ist der Deckel dicht. Dieses prophylaktische Vorgehen würde ich auch immer empfehlen, wenn man in den Gläsern Polymere unter Sauerstoffabschluss härten möchte.
Viele Grüße!
Dieter
Anmerkung: Bei einer Bestellung im Laborfachhandel heißen die Gläser "Rollrandglas" und die Deckel müssen in der Regel separat mitbestellt werden; hierbei ist es gut wenn man 1/3 Deckel mehr als nötig als späteren Ersatz bestellt.
Lieber Dieter, wenn meine ,,Schnapsdeckelgläser" mal nicht eine Freudsche Fehlleistung sind..Folge der Fastenzeit, da ist der Deckel auf allem Alkoholhaltigem, auf Schnaps sowieso...😎
Viele Grüße
Jürgen
Hallo,
wäre mal eine interessante Variante, wenn wir uns beim Griechen(nach dem Mikroskopieren) beim obligatorischen Ouzo, diesen als doggy-bag = Mitnehmtüte in ein "Schnapsdeckelglas" einpacken lassen. Na gut das passiert eigentlich nie, weil man will ja gegen mögliche Keime gewappnet sein. ;-)
Auf jeden Fall, ich nehme den Tipp vom Jürgen (H) mit: der Deckel bleibt zu!
Das Intermedium verdampft also nicht.
Da verdampft dann nichts, ganz im Gegenteil, Paraffin wird gewechselt wie vom Jürgen beschrieben, bis kein Geruch von Butanol/Iso mehr vorhanden ist.
Hintergrund: Nach der Entwässerung mit den Alkoholstufen braucht man ein Zwischenmedium=Intermedium, das als Lösungsvermittler zwischen dem Alkohol und dem Paraffin dient. Dabei dringt das Zwischenmedium leicht in die Zwischenräume ein und während es verdampft(und jetzt hier: verdrängt wird, weil es nicht verdampft;Schnappdeckel), kollabieren die Zellen nicht. DMSO und auch Butanol scheinen die Durchdringung zu fördern. In der Standardhistologie wird immer noch Xylol eingesetzt, Klaus Henkel hat die Iso-Methode beschrieben, der dazu Isopropanol verwendet.
P.S. @DieterS. das mit der Dichtigkeit wusste ich nicht, werde darauf achten.
Liebe Grüße
Rudolf
https://www.biologie-bedarf.de/products/203331/
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Hallo,
habe mich noch mal mit einem Kollegen unterhalten.
Und der lässt das Zwischenmedium auch nicht verdampfen.
Gibt aber zu Begin einen kleinen Anteil Paraffin dazu, 1/10 davon zum Butanol.
Am nächsten Tag wird das weggeschüttet/zur Seite geschüttet und mit frischen flüssigen Paraffin aufgefüllt.
Am darauffolgenden Tag wird das wiederholt, dann sollte der Geruch weg sein.
Die Gläser werden nicht vollständig geschlossen gehalten, sondern abgebdeckt.
Daher vielleicht meine Annahme, das Intermedium muss verdampfen.
Liebe Grüße
Rudolf
Hallo Jürgen,
Zitat von: Jürgen H. in März 25, 2026, 18:05:53 NACHMITTAGSRudolf, meine einfachen Insektenparaffinpräparate habe ich entweder in Davidson ( ein AFE Gemisch ), oder in Formol fixiert. Geschlossenes Schnapsdeckelglas verwenden. Auswaschen, Überführen entsprechend Stiles in Butanol, Überführen in Stufen mit steigernder Konzentration in Paraffin.
kannst du noch auf ein paar Punkte genauer eingehen?
1. Was ist "Stiles in Butanol"?
2. Wie wäscht du aus? Nur einlegen in 70% Alkohol oder in Aqua dest. in Abhängigkeit vom Fixiermittel?
2b. Wie lange dauern deine Entwässerungsstufen? Ich glaube meine sind zu kurz.
3. Wie viele Stufen machst du und wie lange dauern die, ich meine die Wechsel vom Paraffin?
4. Verwendest du Paraffin oder Paraplast(also etwas mit Kunststoff)
Liebe Grüße
Rudolf
Rudolf,
Stiles hat ein Rezept speziell für die Insektenhistologie veröffentlicht. Das Prinzip ist einfach: Zur Entwässerung wird Ethanol oder Isopropanol benutzt, gleichzeitig wird das Präparat in Butanol überführt. Während der Entwässerungsschritte wird die Ethanolkonzentration erhöht, gleichzeitig auch die Menge des zugesetzten Butanols. Der Sinn liegt darin, Zerreissungen durch das plötzliche Überführen in reines Butanol ebenso wie Schrumpfungen und übermäßiges Härten zu vermeiden. Das genaue Rezept habe ich im Moment nicht zur Hand.
Das Mittel zum Auswaschen hängt vom Fixiermittel ab: alkoholische Fixiermittel entsprechend der beim Fixans verwendeten Alkoholstufe, Formalin im verwendeten Puffer.
Die Zeiten der Entwässerungsstufen müssen entsprechend der Präparatgröße und Präparatart variiert werden.
Selbst die Wechsel vom Paraffin ins Wasser musst Du schon vorsichtig ausführen, auch wenn sich die Strukturen durch die vorhergehenden Schritte schon verfestigt haben. Gieß mal etwas Ethanol in Wasser oder umgekehrt, das wirbelt ganz ordentlich. Entsprechende Risse siehst Du in Deinem Präparat, wenn Du es nicht vorsichtig machst.
Leica Formula R
Viele Grüße
Jürgen