Liebe Pflanzenfreunde,
gemeinsam mit den Korallenwurzeln von Rumpfs Palmfarn hatte ich Anfang Oktober im Botanischen Garten der Universität Bonn auch eine Nadel der Wollemie erbeten und erhalten. Dafür auch hier noch einmal herzlichen Dank!
Ich hoffte bei diesem "lebenden Fossil" im Querschnitt ein Transfusionsgewebe ähnlich dem bei den Cycadaceen vorzufinden, dem ist aber nicht so, das Transfusionsgewebe liegt in einzelnen Strängen am Leitbündel innerhalb der umgebenden Leitbündelscheide (Endodermis). Aber wie das so ist: man findet immer was - dazu später mehr.
Kurz zur Pflanze selbst
Ein lebendes Fossil? Ja! Die Wollemie (Wollemia nobilis) wurde erst 1994 in Australien entdeckt und war vorher nur aus Versteinerungen bekannt. Sie ist die einzige Art der monotypischen Gattung Wollemia aus der Familie der Araukariengewächse (Araucariaceae). Da die jüngsten fossilen Funde gut 65 Millionen Jahre alt sind galt die in der Ordnung Coniferales beheimatete Wollemie als ausgestorben. Das Artepitheton nobilis wurde zu Ehren ihres Entdeckers David Noble gewählt.
Bild 1: Eine der Wollemien im Botanischen Garten Bonn
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_13328197.jpg)
Im September 1994 wurden jedoch etwa 250 km westlich der australischen Stadt Sydney im Wollemi-Nationalpark von David Noble 23 Bäume und einige Jungpflanzen entdeckt. Sie stehen in den abgeschiedenen und schwer zugänglichen Canyons der Blue Mountains und konnten in dieser geschützten Umgebung bis heute überleben. Mit etwa 140 Individuen in freier Wildbahn gilt die Wollemie als sehr bedrohte Pflanzenart zumal sie sich seit einiger Zeit nur vegetativ fortpflanzt: Nach Erbgutuntersuchungen der australischen Exemplare wurde festgestellt, dass sämtliche bisher bekannten Wollemien identisches Erbgut besitzen. Leider muss befürchtet werden, dass der aus Südostasien stammende und nach Australien eingeschleppte Wurzelfäule-Erreger Phytophthora cinnamoni, der bereits zwei Wollemien am Naturstandort befallen hat (Stand Oktober 2010), die gesamte Population auslöschen könnte. Um weitere Einschleppungen zum Beispiel durch Touristen zu verhindern, werden die genauen Standorte der Bäume bis heute geheim gehalten.
Die Bestimmung der wiederentdeckten Pflanzenart ist eine spannende Geschichte und wurde mit nicht unerheblichem Aufwand betrieben: Am 10. September 1994 entdeckte David Noble, ein Angehöriger der Wollemi-Nationalpark-Verwaltung, die Pflanze und konnte Sie keiner ihm bekannten Art zuordnen. Mitgebrachte Zweige führten zu einer weiteren Exkursion mit Wyn Jones, ebenfalls Mitglied der Nationalparkverwaltung, bei der am 15. Oktober des Jahres weitere Proben (Rinde, ein männlicher Zapfen und Grün) gesammelt wurden. Am 21. Oktober wurde schließlich unter Einsatz eines Hubschraubers ein weiblicher Zapfen aus der Krone eines Baumes gepflückt, weil eine Bestimmung noch immer nicht möglich war. Erst am 21. November stand schließlich fest, dass es sich um ein bisher unentdecktes, lebendes Fossil aus der Familie der Araukariengewächse handelte, das zu Ehren seines Entdeckers Wollemia nobilis genannt wurde. Diese und eine Reihe anderer Entdeckungen in neuerer Zeit z.B. bei den Cycadales im letzten Jahrhundert spiegelt die Bedeutung von Nationalparks und Wildnisgebieten für die Erhaltung der biologischen Vielfalt wider.
Wollemia nobilis ist ein immergrüner Baum und erreicht bis Wuchshöhen bis zu 40 Metern. Die oberste Spitze des zentralen Triebes der Pflanze ist während der Wachstumspause von einer schützenden Harzkappe bedeckt, die als Polar Cap (,,Polkappe") bezeichnet wird. Zum auffälligen Habitus der Wollemie trägt bei, dass sie am Stamm nur zweige erster Ordnung bildet, die sich nicht weiter verzweigen. Diese besitzen eine Art "Sollbruchstelle", an der sie direkt am Stamm abbrechen, wenn sie zu alt (zu schwer ...) geworden sind.
Bild 2: Die Polkappe an der Spitze des Sprosses
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_9585198.jpg)
Aufnahme von Tony Rodd
Die rissige Rinde der ausgewachsenen Pflanze ist dunkelbraun, harzig und von rundlichen Erhebungen bedeckt. Junge Zweige hingegen tragen mit Beginn des sekundären Dickenwachstums eine glatte hellbraune, später auch graue Rinde.
Bild 3: Rinde einer adulten Pflanze
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_57448811.jpg)
Aufnahme von Tony Rodd
Die bis zu 6 mm breiten leicht zugespitzten Nadeln erreichen eine Länge von 5 bis 7 cm und entspringen kreuzgegenständig an ihrem Zweig, richten sich jedoch zum Licht hin aus, so dass der Eindruck einer flachen Benadelung entsteht. Junge Nadeln sind hellgrün, ältere werden in Stufen dunkler grün. Oft zeigt sich ein bläulicher Schimmer, der vom Harz herrührt, mit dem die Pflanze ihre auch auf der Nadeloberseite vorkommenden Stomata schützt. Die Spitzen auch jüngerer Nadeln sind oft leicht gelblich gefärbt.
Bild 4: Vier Generationen Nadeln der Wollemie an einem Zweig
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_6591030.jpg)
Aufnahme aus dem Botanischen Garten Bonn
Bild 5: Die Nahaufnahme einer frischen Zweigspitze zeigt die Anordnung der Nadeln am Zweig
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_1796783.jpg)
Aufnahme von User GEJNET aus der Wikipedia unter CC by-sa 3.0
Die Wollemie ist einhäusig getrenntgeschlechtlich (monözisch), was bedeutet, dass männliche und weibliche Zapfen am selben Baum wachsen, wobei immer ein Zapfen am Ende eines Seitenzweigs zu finden ist. Nach der Samenreife werden nicht nur die Zapfen, sondern der ganze Zweig abgeworfen.
Bild 6: Ein männlicher Zapfen
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_6559264.jpg)
Aufnahme von User Velela aus der Wikipedia unter CC by-sa 3.0
Die männlichen Zapfen sind bei einer Dicke von ca. 3 cm etwa 7 bis 9 cm lang und tragen gelblichbraune Microsporophyllen, die im unreifen Zustand auf dem Zapfen ein fest geschlossenes Rautenmuster bilden.
Bild 7: Ein junger weiblicher Zapfen
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_494394.jpg)
Aus photy.org, Autor nicht angegeben
Die weiblichen Zapfen sind zylindrisch bis kugelig mit einem Durchmesser von 6 bis 8 cm. Die Megasporophyllen bilden je einen Samen und tragen an der Spitze einen Fortsatz, der beim reifen Zapfen braun eintrocknet. Wenn die Samen reif sind, fallen die Fruchtblätter an und legen die zentrale Spindel des Zapfens frei.
Bild 8: Ein zerfallender weiblicher Zapfen mit der zentralen Spindel
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204122_20270165.jpg)
Aufnahme von Kev Spence, Leics/UK aus growingontheedge.net
Zum Glück pflanzt sich die Wollemie auch vegetativ durch die Bildung von Knospen an der Stammbasis fort, die zu einem neuen Baum heran wachsen.
In den ersten Jahren nach der Entdeckung der Art waren Exemplare in Kultur sehr selten, und es war eine ausgesprochene Besonderheit, wenn ein Botanischer Garten ein Exemplar der Wollemie pflanzen konnte.
Um das natürliche Vorkommen zu schützen, entschloss sich die Nationalparkverwaltung, die Wollemie mit einem Partner aktiv zu vermarkten und so "Raubexpeditionen" möglichst unattraktiv zu machen. Dazu hat der Botanische Garten Sydney ein Forschungs- und Erhaltungsprogramm gestartet, in dessen Rahmen mit verschiedenen Methoden Jungpflanzen gezüchtet werden. Am 23.10.2005 erbrachte die Versteigerung einer limitierten Anzahl von 292 Pflanzen der ersten Vermehrungs-Generation bei Sotherby's einen Erlös von 1,5 Millionen USD.
Und so hat z.B. die Firma Kientzler Jungpflanzen GmbH die Markteinführung der Wollemie in Deutschland im Mai 2006 in den Botanischen Gärten der Universität Bonn offiziell vorgestellt und dem Garten ein erstes Exemplar geschenkt.
Literatur
[1] Die Wollemie im Botanischen Garten Bonn (http://www.botgart.uni-bonn.de/o_samm/allmonatdet.php?id=53)
[2] Botany for Degree Students - Gymnosperms, Vasishta/Sinha/Kumar, S.Chand. 2008 (http://www.mikroskopie-bonn.de/literatur/index.html#a6740)
[3] Transfusion tissue in gymnosperm leaves, Yu-Shi Hu, Bi-Jun Yao, Botanical journal of the Linnean Society, 83(3), S. 263-272, 1981
[4] Wikipedia zu Wollemia nobilis (https://de.wikipedia.org/wiki/Wollemie)
Präparation:
Die Proben in Form einer 4 Jahre alten und einer jungen Nadel aus dieser Wachstumsperiode habe ich im Botanischen Garten Bonn genommen und in einem dicht schließenden Folienbeutel gemeinsam mit einem angefeuchteten Papiertaschentuch und möglichst wenig Luft transportiert. Zwischen Probenahme und Schnitt lagen etwa 4 Stunden.
Geschnitten habe ich die frische Nadel in Möhreneinbettung auf dem Handzylindermikrotom mit Leica Einmalklingen im SHK-Klingenhalter. Die Schnittdicke beträgt rund 60 µm. Nach einer Schnittfixierung in AFE für ca. 11 Stunden wurden die Schnitte in Aqua dest überführt.
Zwischenzeitlich habe ich auch einige Aufnahmen von den frischen Schnitten gemacht.
Anschließend habe ich die Schnitte dann für eine Minute mit Klorix (1:4 in Aqua dest. als Ersatz für Eau de Javelle) behandelt und nach sehr gutem Ausspülen für rund 12 Stunden mit Chloralhydrat gebleicht (250g auf 100ml Aqua dest.). Danach war wieder gründliches Spülen angesagt.
Nach dieser recht aufwändigen Vorbereitung habe ich dann mit Dujardin Grün gefärbt. Eine Beschreibung der Färbung findet Ihr hier: Dujardin Grün auf der Seite des MKB (http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanische_mikrotechnik/166.html). Nach der Färbung wurden die Schnitte für etwa 10 Stunden in Aqua dest. differenziert.
Eingedeckt sind die Schnitte - nach gründlichem Entwässern in reinem Isopropanol - in Euparal.
Technik:
Alle Aufnahmen auf dem Leica DME mit den dem 40x NPlan sowie den 10x und 20x PlanApos. Die Kamera ist eine Canon Powershot A520 mit Herrmannscher Okularadaption. Zur Zeit nutze ich ein Zeiss KPL 10x, das mit den Leica-Objektiven sehr gut harmoniert. Die Steuerung der Kamera erfolgt am PC mit PSRemote und der Vorschub manuell anhand der Skala am Feintrieb des DME.
Alle Mikroaufnahmen sind mit Zerene Stacker V1.04 (64bit) gestackt. Die anschließende Nachbereitung beschränkt sich auf die Normalisierung und ein leichtes Nachschärfen nach dem Verkleinern auf die 1024er Auflösung (alles mit XNView in der aktuellen Version). Bei stärker verrauschten Aufnahmen lasse ich aber auch mal Neat Image ran.
Es wird wieder etwas länger, daher unterbreche ich hier kurz ...
... und weiter geht es mit den Schnitten:
Und nun zu den Schnitten!
Die Makroaufnahmen von der Ober- und Unterseite der alten Nadel zeigen einen ganz leichten harzigen Belag, der punktförmig auf den Vorhöfen der Stomata liegt.
Bild 9: Makroaufnahme der Nadeloberseite (Canon PS S3is)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_25770419.jpg)
Bild 10: Makroaufnahme der Nadelunterseite (Canon PS S3is)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_49954236.jpg)
Auf der Nadelunterseite zeigen die wesentlich dichter sitzenden weißen Pünktchen eine deutlich höhere Zahl an Stomata an.
Betrachten wir nun die Querschnitte von der vier Jahre alten Nadel:
Bilder 11a-d: Querschnitt duch den Rand der Nadel, Bilder a & b natur, Bilder c & d Dujardin Grün, 11 b & d mit Beschriftung; Vergrößerung 100x, Stapel aus je 28 bzw. 24 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_34857795.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_19883454.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_9915281.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_3873347.jpg)
Beginnend von der Blattoberseite finden wir eine einreihige Epidermis, auf der eine stark ausgeprägten Cuticula auf liegt. Darunter eine unterbrochene, teils zweireihige Hypodermis aus sklerifizierten Zellen. Weiter innen liegt dann das Palisadenparenchym, in dem in den ungefärbten Schnitten schön eine große Anzahl Chloroplasten zu erkenne ist. Unter dem Palisadenparenchym folgt dann das Schwammparenchym in loserer Anordnung mit großen Interzellularen und deutlich geringer Anzahl an Chloroplasten in den einzelnen Zellen. Wir haben also im Gegensatz zu den Nadeln der Kieferngewächse (Pinaceae) einen klassischen bifazialen Aufbau.
Eingelagert im Schwammparenchym finden wir zum einen große Sekretgänge, an deren Wänden innen ein Drüsenepitel zu finden ist. Bei den frischen Schnitten finden sich über den ganzen Schnitt verteilt kleine ölige Tröpfchen, ich vermute, dass es sich dabei um den Inhalt der Sekretgänge handelt, der beim Schneiden ausgetreten ist. Zum anderen liegen hier aber auch die parallel verlaufenden geschlossen kollateralen Leitbündel.
An der Blattunterseite finden wir dann wieder die Hypodermis und die Epidermis mit ihrer Cuticula, diesmal unterbrochen von zahlreichen Stomata in unterschiedlichster Orientierung. Leider habe ich von den an der Blattoberseite liegenden Stomata keines erwischt.
Bleibt zu erwähnen, dass sowohl die Cuticula als auch die Hypodermis am Blattrand besonders stark ausgeprägt sind.
Informationen zu den Abkürzungen in den Bildern 11b & d sowie den folgenden beschrifteten Aufnahmen findet Ihr wie immer auf der Webseite des MKB: Tabelle mit den Kürzeln und den zugehörigen allgemeinen Erläuterungen (http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanische_mikrotechnik/158.html).
Bilder 12a-b: Querschnitt durch die Fläche der Nadel, Dujardin Grün, Bild 12b mit Beschriftung; Vergrößerung 100x, Stapel aus je 24 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_24589509.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_1536946.jpg)
Wir erkenne den gleichen Aufbau wie beim Schnitt durch den Nadelrand in den Bildern 12a-d. Neu im Bild ist der sklerifizierte Idioblast (sklIb), den man wohl dank seiner langen Zellfortsätze auch als Astrosklereiden bezeichnen könnte. Hier ebenfalls erstmals benannt sind die Transfusionstracheiden (TTr), die in in einzelnen Strängen am Leitbündel innerhalb der umgebenden Leitbündelscheide (Endodermis) verlaufen. Über das seltsam "matschige" Phloem kann man sich auch wundern, dazu aber später mehr.
Bilder 13a-d: Blattquerschnitt mit Leitbündel und Palisadenparenchym, Bilder a & b natur, Bilder c & d Dujardin Grün, 13 b & d mit Beschriftung; Vergrößerung 200x, Stapel aus je 44 bzw. 25 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_63014793.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_33469683.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_30079746.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_25310063.jpg)
In den ungefärbten Aufnahmen wieder schön die Chloroplasten, in den gefärbten Aufnahmen die Transfusionstracheiden und der Astrosklereid. In jedem Schnitt finden sich mehrere dieser Idioblasten, die somit recht häufig anzutreffen sind.
Gehen wir nun ein wenig ins Detail:
Bilder 14a,b: Nadelrand, Bild 14b mit Beschriftung, Dujardin Grün, Vergrößerung 400x, Stapel aus je 20 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_31079642.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_66305805.jpg)
In der Detailaufnahme vom Rand der Nadel erkennt man schön den dreilagigen Aufbau der Cuticula. So was kennen wir doch von der Welwitschie (Welwitschia mirabilis) (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=24068.msg189441#msg189441) und die mittlere Schicht sieht tatsächlich so aus, als ob kleine Calciumoxalatkristalle eingelagert wären.
Am unteren Rand ein angeschnittener Sekretgang mit Drüsenepitel.
Bilder 15a,b: Ein Astrosklereid aus der Nähe, Bild 15b mit Beschriftung, Dujardin Grün; Vergrößerung 400x, Stapel aus je 29 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_34183481.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_59345462.jpg)
Leider lässt sich der Astrosklereid im Stapel nicht so schön darstellen, aber man kann den schichtförmigen Aufbau der Zellwand erahnen. Spannend: in den Interzellularen, außen auf den Zellwänden, finden sich rhomboedrische Calciumoxalatkristalle. Wieder eine Parallele zur Welwitschie.
Bild 16: Animiertes GIF vom Astrosklereid, die Animation besteht aus den 29 Einzelbildern der Aufnahmen 15a & b und ist auf 1024er Auflösung herunter gerechnet (Achtung, 12 MB)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_17244870.jpg)
Noch kurz ein Blick auf die Stomata:
Bilder 17a,b: Stomata an der Blattunterseite, Bild 17b mit Beschriftung, Dujardin Grün, Vergrößerung 400x, Stapel aus je 15 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_35951058.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_64707242.jpg)
Hier finden wir nichts besonderes: die Stomata sind vom Coniferen-Typ und auch im substomatären Interzellularraum (sIZR) finden wir wieder Calciumoxalatkristalle außen an den Zellwänden.
Was noch bleibt, ist das seltsam undifferenzierte Phloem der Leitbündel, da schauen wir nun auch noch einmal genauer hin:
Bilder 18a,b: Leitbündel der alten Nadel, Bild 18b mit Beschriftung, Dujardin Grün, Vergrößerung 400x, Stapel aus je 12 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_35751240.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_56514700.jpg)
Wir sehen ein geschlossen kollaterales Leitbündel eingebettet in eine Leitbündelscheide (Endodermis). Das Bild liegt, die rechte Seite weist zur Blattoberseite. Das Xylem mit seinen Tracheiden wird flankiert von den Transfusionstracheiden und am unteren Rand finden sich einige Sklerenchymfasern. Die Zellen des Phloems jedoch wirken undifferenziert, ja matschig. Es gibt kaum offene Zellen, durch die ein Nährstofftransport erfolgen könnte.
Eigentlich haben wir nun alles gesehen, wäre da nicht das seltsame Phloem und die Ähnlichkeiten mit dem Blattquerschnitt der Welwitschie, besonders hinsichtlich der Calciumoxalatkristalle. Und war nicht auch dort das Phloem so undifferenziert, dass man eigentlich von einem disfunktionalen Gewebe sprechen müsste?
Michael Plewka hatte gesagt, dass seine Probe von einer Stelle im Blatt der Welwitschie stammt, wo das Gewebe langsam abstirbt, also bei einer großen Pflanze gut 10 Jahre alt ist. Die Nadel der Wollemie stammt nun vom letzten benadelten Segment eines Zweiges und ist somit rund 4 Jahre alt. Da der Zweig dahinter kahl war, steht zu vermuten, dass die Nadeln spätestens mit Beginn der neuen Wachstumsperiode abgeworfen werden. Also haben wir auch hier ein altes Gewebe am Ende seiner Lebensdauer vor uns. Noch dazu gehören beide Pflanzen aus den Familien Araukariengewächse (Araucariaceae) und der Welwitschiagewächse (Welwitschiaceae) öber die Ordnungen Coniferales und Gnetales in die gemeinsame Klasse der Coniferopsida.
Korrektur (14.11.2016): Die Wollemie besitzt nur Zweige erster Ordnung, die direkt am Stamm abbrechen, wenn sie ein gewisses Alter bzw. eine gewisse größe erreicht haben, siehe dazu:
An Anatomical Assessment of Branch Abscission and Branch-base Hydraulic Architecture in the Endangered Wollemia nobilis; G. E. Burrows, P. F. Meagher and R. D. Heady, 2006
Nadeln werden nicht abgeworfen. Auffällig hier ist der fehlende Nadelstiel (Petiolus) bei Wollemia nobilis.
Daher könnte die folgende Theorie die Funde erklären: die Lebensdauer der Blätter / Nadeln ist begrenzt, frische Nadeln bzw. Blattgewebe wird von den Pflanzen in jeder Wachstumsperiode neu gebildet, alte Nadeln und Blattgewebe sterben ab.
Calciumoxalat ist ein Abfallstoff aus dem Pflanzenstoffwechsel, der in den Blättern abgelagert wird und mit zunehmenden Alter häufiger vor kommt. Am Ende der aktiven Zeit einer Nadel bzw eines Blattgewebeteils ist fast das gesamte Phloem eines Leitbündels disfunktional, während die nach abgeschlossener Ausdifferenzierung abgestorbenen Tracheen und Tracheiden unverändert bleiben.
Um die Theorie zu prüfen, muss sich nun an jungem Gewebe zeigen, dass weniger Calciumoxalat eingelagert ist und ein normales Phloem vorliegt. Im Botanischen Garten Darmstadt wachsen zwar einige Jungpflanzen von Welwitschia mirabilis heran, die sind aber noch zu klein. Bleibt also für eine Prüfung zunächst nur die Nadel der Wollemie. Also habe ich noch einmal eine Probe von einer jungen Nadel aus der diesjährigen Wachstumsperiode genommen:
Bild 19: Entnahmestellen der alten und der jungen Nadel an einem in vier Segmenten benadelten Zweig:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_35401344.jpg)
Schauen wir also, was der Vergleich der Schnitte zeigt. Dazu zunächst einmal Aufnahmen des Nadelquerschnitts im Polarisationskontrast. Die alte Nadel kommt in den folgenden Bildzusammenstellungen immer zuerst.
Bild 20a,b: Querschnitt der alten und jungen Nadel im Polarisationskontrast, beschriftete SW-Aufnahme; Vergrößerung 100x, Stapel aus 21 bzw. 16 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_42168981.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_51206627.jpg)
Hier zeigt sich: während der Schnitt der vierjährigen Nadel leuchtet wie ein Weihnachtsbaum, zeigt sich bei der einjährigen Nadel in den Zellzwischenräumen nichts. Nur die zweite Schicht der Cuticula leuchtet bei beiden Schnitten aufgrund der eingelagerten Calciumoxalatkristalle. Hier scheint die Theorie also zu passen.
Schauen wir also nach den Leitbündeln:
Bilder 21a-f: Leitbündel der alten Nadel (Bild 21a,b wie Bild 18a,b) und der jungen Nadel, Bilder 21 d und f mit Beschriftung, Bilder 21 e 6 f ungefärbt, Vergrößerung 400x, Stapel aus je 12, 12 und 27 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_19096940.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_44777048.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_23919673.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_41182536.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_10762406.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_38605467.jpg)
Auch hier sieht es nach einer schönen Bestätigung aus: zwar zeigt auch das Phloem der jungen Nadel einige Bereiche des Phloems mit hier deutlich verdickten Zellwänden und nur geringem Zelllumen, aber grundsätzlich finden sich im dort deutlich mehr normal gebaute Phloemzellen wie im alten Bündel darüber.
Und führe mich nicht in Versuchung! Denn dummerweise gibt es da noch andere Leitbündel im Schnitt der jungen Nadel, die nicht unterschlagen werden sollen ... dabei wäre das jetzt so eine schöne Runde Sache gewesen. :)
Bilder 22a-d: Querschnitt der jungen Nadel mit Leitbündeln und Sekretgang, Bilder 22a & b ungefärbt, Bilder 22 b und d mit Beschriftung; Vergrößerung 100x, Stapel aus je 28 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_39320280.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_1518776.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_62269817.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204123_2925703.jpg)
Auch ohne eine Detailaufnahme vom Leitbündel sehen wir eine gleichartige Deformation der Phloemzellen wie bei den entsprechenden Schnitten der alten Nadel (Bilder 12a & b). Immerhin sehen wir hier einige Stomata an der Nadeloberseite.
Was bedeutet dies nun für unsere Theorie? Könnte es sich um Präparationsartefakte handeln? Was bedeuten würde, dass z.B. die Zellen des Phloems bei den Araukariengewächse (Araucariaceae) grundsätzlich anders gebaut sind als bei den modernen Nadelbäumen in der Ordnung der Kieferngewächse (Pinaceae)? - Also über Zellwände verfügen, die bei der Behandlung z.B. mit Essigsäure bei der Fixierung regelrecht auf quellen?
Dagegen sprechen eigentlich die ungefärbten frischen Schnitte der Bilder 21e & f: die "verquollenen" Zellen haben dort im Gegensatz zu den normal ausgebildeten Zellen sogar eine andere Farbe: sie heben sich graubraun ab.
Wenn es sich aber nicht um ein Präparationsartefakt handelt, was ist es dann? Leistet sich die Wollemie jede Menge nicht funktionierende Phloemzellen? Habe ich etwas übersehen? Wie ist dann das eine Leitbündel zu bewerten, dass die Theorie zu bestätigen scheint?
Vielleicht weiß einer der Leser Rat oder hat eine weiterführende Idee? Ich würde mich sehr freuen!
Vielen Dank fürs Lesen, Anregung und Kritik sind diesmal nicht nur willkommen sondern erbeten!
Herzliche Grüße
Jörg
Guten Abend Jörg,
ich erstarre vor Ehrfurcht über Deine Aufnahmen. Du hast Dir ja eine unendliche Mühe gmacht.
Du machst Hans-Jürgen ernsthafte Konkurrens.
Die CaOxal.-Kristalle würden wohl schön in einer Pol-Beleuchtung hervortreten?
Es gibt wohl einen Verweis auf die Abkürzungen. Kannst Du mir da weiterhelfen?
mit ehrfurchtsvollem Gruß vom
Inschenör Peter
Lieber Peter,
danke für Dein Lob, das mich sehr freut.
Ja, Calciumoxalat ist otisch aktiv und leuchtet im Polarisationskontrast auf.
Die Bilder 20a & b sind Pol-Aufnahmen zum Beleg der Calciumoxalatverteilung im alten und neuen Blatt - allerdings in Schwarzweiß, da sich meine alte kamera mit Pol-Bildern etwas schwer tut.
Hier die Bilder noch mal in Farbe:
Bilder 23a,b: Querschnitt der alten und jungen Nadel im Polarisationskontrast, beschriftete Aufnahmen; Vergrößerung 100x, Stapel aus 21 bzw. 16 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204131_19160433.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204131_47380263.jpg)
Die Erläuterungen zu den Abkürzungen findest Du hier:
http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanische_mikrotechnik/158.html
Sie sind nun auch oben bei den Bildern 11a-d korrekt verlinkt.
Herzliche Grüße
Jörg
Lieber Jörg,
gratuliere zu dieser phantastischen Arbeit!
Nur eine kurze Anmerkung zu den Ca-Oxalatkristallen. Du hast ja relativ dicke Schnitte gemacht, dennoch habe ich die Vermutung, dass das Kristalltrümmer sind. Dass also große Kristallaggregate durch den Schnitt geschreddert wurden.
Man müsste noch dickere Schnitte machen und dann ins Innere reinfokussieren natürlich im Pol.
Was ich als Ergänzung schön fände: Detailaufnahmen der Stomata im Auflicht. Bist du wahrscheinlich nicht dafür ausgerüstet, aber Horst Wörmann hat ein "ordentliches" Mikroskop, mit dem man das könnte! ;)
Lieber Jörg,
wirklich eine tolle Darstellung - lässt keine Fragen offen. Zu Deiner dennoch gestellten Frage zu dem Phloem: ich denke, es handelt sich wirklich um eine Frage des Alters. Das Phloem hat nur eine begrenzte Funktionsdauer und wird ständig neu gebildet, bei Pinus z.B. durch ein Kambium, welches nur Phloem bildet, s.d. die Nadeln viele Jahre durchhalten. Vielleicht solltest Du nochmals im Frühjahr bei einer vergleichbar alten Nadel nachschauen.
Wir haben übrigens damals auch Exemplare der neu entdeckten Wollemie erhalten und mit zunächst wenig Erfolg in Kultur genommen. Wir können ja im Rahmen der 14. Kornrade mal einen Spaziergang in den Garten machen und uns in der dort vorhandenen Verwandtschaft umsehen.
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Detlef, lieber Klaus,
auch euch zunächst einmal vielen Dank! Das positive Feedback ist für mich immer ein Ansporn.
Lieber Klaus,
ich denke nicht, dass ein Schnitt auf dem Handzylindermikrotom große Calciumoxalatdrusen so schön gleichmäßig auch in den Tiefen eines Schnittes verteilen kann, wie es die Bilder 12, 13c,d, 15 und 16 sowie auch die Polaufnahmen 20 und 23 zeigen. Auch wenn man die großen Interzelllularen oder Zellen in den Querschnitten als Heimat solcher großen Kristalldrusen deuten könnte.
Außerdem denke ich, dass bei einer solchen gewaltsamen "Zerlegung" auch die Gewebe in Schnittrichtung in Mitleidenschaft gezogen worden wären und vor allem auch außerhalb der Schnitte Bruchstücke liegen müssten. Dies ist aber nicht der Fall: die teils rhomboedrischen, teils unförmigen Kristalle liegen immer fein an den Zellwänden der Zellen an und treiben nicht frei in den Interzellularen.
Bei der Welwitschie zeigt sich übrigens das gleiche Bild. Einen Beleg dazu bin ich im Eingangsposting schuldig geblieben, was ich hier nachholen möchte:
Bilder 24a,c: Querschnitt durch das Blatt der Welwitschie, Die Färbung ist ebenfalls Dujardin Grün, Bild 24b mit Beschriftung, Bild 24c im Polarisationskontrast; Vergrößerung 50x, Stapel aus je 26 bzw. 30 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204153_44944564.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204153_30787823.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204153_54341214.jpg)
Überall kleine Calciumoxalat-Kristalle, aber hier fehlen die großen Freiräume, die große Drusen beherbergt haben könnten ...
Und etwas näher heran:
Bilder 25a,b: Einer der Idioblasten aus dem Blatt der Welwitschie im Anschnitt, diesmal W3Asim II, Bild 25b mit Beschriftung, Vergrößerung 400x, Stapel aus 13 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204153_13397265.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204153_12416961.jpg)
Auch hier überall die fein verteilten Calciumoxalat-Kristalle an den Zellwänden anliegend und nicht frei treibend in den Interzelllularen.
Die Bilder 24 und 25 stammen aus dem Thread zur Welwitschie, den ich hier verlinke: Welwitschie im Mikroforum (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=24068.0)
Mit Auflichtbildern besonders von der Nadelunterseite, die ja schon im Makro die Harztröpfchenreihen erkennen lässt, unter denen sie Stomata liegen, kann ich leider nicht dienen: die restlichen Stücke sind bereits fixiert. Wenn aber jemand an frisches Material kommt und solche Aufnahmen hier zeigen möchte: ich würde mich auch freuen.
Lieber Detlef,
danke für Deinen Ansatz, der ein viel dynamischeres Bild des Leitbündels zeichnet, als ich mir vorgestellt habe. Ich werde also versuchen, im kommenden Frühjahr einmal eine ganz frische Nadel zu schneiden und auch schauen, ob sich in der einjährigen Nadel etwas tut. Es stimmt natürlich: die Proben sind recht spät genommen, eventuell waren die Nadeln schon auf dem Weg in eine Ruhephase.
Den Vorschlag zum Spaziergang nehme ich natürlich auch sehr gerne an und bin gespannt, was wir finden werden.
Euch beiden nochmals vielen Dank und herzliche Grüße
Jörg
Danke lieber Jörg Bilder 25a/b haben mich überzeugt, sind wirklich keine Trümmer!
Hallo Jörg,
Vielen Dank für die wunderschöne Bilder. Beste Grüsse,
Rolf
Lieber Klaus,
schön, dass ich Dich überzeugen konnte. Wobei auch große Kristalldrusen in den Schnitten der vierjährigen Nadel an der Grundaussage nichts geändert hätten: die Pflanze scheidet in der Nadel mit der Zeit überflüssiges Calciumoxalat aus. Spannend finde ich hier, dass bei der jungen Nadel auch nach immerhin etwa 6 Monaten noch rein garnichts von Calciumoxalatkristallen in den Interzelllularen zu erkennen ist. Ob die Cuticula zuerst versorgt wird? Die Schnitte einer ganz frischen Nadel werden da hoffentlich Licht ins Dunkel bringen.
Lieber Rolf,
ich freue mich, dass Dir die Schnitte gefallen! Auch Dir vielen Dank!
Herzliche Grüße
Jörg
hallo jörg,
diese ausarbeitung ist sowas von super! - danke.
ich habe vor jahren einen 1/2 std.-bericht über diese bäume im tv gesehen.
dort wurde schon die geheimhaltung des ortes betont.
damals wurde ein etwas höheres/älteres alter genannt.
man hatt diese lebenden, mit versteinerten verglichen.
bedauerlich nur, dass sich da (ggf. neuzeitliche) schädlinge ranmachen.
grüsse vom bodensee und mir,
güntherdorn
Lieber Günther,
danke für Dein Lob! Ich freue mich immer sehr, wenn meine Beiträge gut angenommen werden, da macht die Schnippelei gleich doppelt so viel Spass.
Das mit den Altersangaben ist immer so eine Sache. Die Verwandten der Wollemie haben sich schon vor mindestens 200 Millionen Jahren auf der Erde wohl gefühlt, die 65 Millionen beziehen sich auf die jüngsten gefundenen Fossilien.
Der Schädlingsbefall ist natürlich ärgerlich, aber in Ökosystemen ist die Änderung die einzige Konstante. Immerhin gibt es mittlerweile tausende Wollemien in diversen Gärten und Botanischen Gärten weltweit. Die akute Gefahr des Aussterbens scheint damit gebannt, auch wenn es sehr schade wäre, sie Pflanze am natürlichen Stantort zu verlieren.
Herzliche Grüße auch an den Bodensee, der vermutlich bis zum nächsten Herbst auf mich warten muss :)
Jörg
Liebe Pflanzenfreunde,
heute möchte ich noch einmal eine Aufnahme des Phloems der Wollemie in 1000facher Vergrößerung nach legen:
Bilder 26a,b: Phloem in der jungen Nadel der Wollemie, Färbung Dujardin Grün, Bild 26b mit Beschriftung; Vergrößerung 1000x, Stapel aus je 13 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204400_7866761.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/204400_54101770.jpg)
Zunächst einmal wird deutlich, dass die Verengung des Lumens der Phloemzellen durch ein Aufquellen der Zellwand erfolgt, die Zellmembran - hier dunkelblau - bleibt unverändert. Dann stellt sich, mit dem regulären Aufbau des Phloems im Hinterkopf, gleich die Frage, ob hier nur Siebröhren oder Geleitzellen oder beide betroffen sind. Bei den Gymnospermen ist die Unterscheidung der beiden klassischen Zelltypen des Phloems nicht so einfach. Auf jeden Fall aber scheint die Zellveränderung einem Muster zu folgen, da sich eine regelmäßige Struktur aus annähernd "zugequollenen" und normalen Zellen ergibt.
Leider habe ich zu dem Thema bisher nichts gefunden und würde mich über entsprechende Hinweise zur Überbrückung der Zeit bis zur Umsetzung von Detlefs Vorschlag, einmal ganz frische Nadeln zu schneiden, sehr freuen.
Eines war mir auf jeden Fall auch neu: wie man in Bild 5 sieht, haben die Nadeln der Wollemie keinen Stiel (Petiolus). Sie werden auch nicht direkt abgeworfen sondern die Pflanze trennt sich laut diverser Veröffentlichungen zum Thema über spezielle Strukturen am den Gabelungen von ganzen Zweigen, wenn diese am Ende ihres Lebensalters angekommen sind.
Hier müsste ich nun am lebenden Objekt noch einmal nachsehen, wie das Wachstum dann konkret abläuft. Gemäß des Papers
An Anatomical Assessment of Branch Abscission and Branch-base Hydraulic Architecture in the Endangered Wollemia nobilis (http://aob.oxfordjournals.org/content/99/4/609.short); G. E. Burrows, P. F. Meagher and R. D. Heady, 2006
sollten nur Zweige erster Ordnung vorhanden sein:
Bild 27: Habitus der Wollemie am Beispiel einer älteren Pflanze
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/204400_21130026.jpg)
Aus dem Artikel von Burrows, Meagher und Heady, 2006
Wenn ausserdem jemand Zugriff auf die Artbeschreibung hat und sie mir zur Verfügung stellen könnte, wäre ich sehr dankbar:
W. G. Jones, K. D. Hill & J. M. Allen: Wollemia nobilis, a new living Australian genus and species in the Araucariaceae. In: Telopea 6, S. 173–176 (1995), ISSN 0312-9764
Allen herzliche Grüße
Jörg
p.s.
Meine Beschreibung im Ausgangsthread habe ich entsprechend korrigiert.
Liebe Pflanzenfreunde,
auch auf die Gefahr hin zu nerven ... ;) - die Wollemie hat mir keine Ruhe gelassen und nach dem Studium der Erstbeschreibung (W. G. Jones, K. D. Hill & J. M. Allen: Wollemia nobilis, a new living Australian genus and species in the Araucariaceae. In: Telopea 6, S. 173–176 (1995), ISSN 0312-9764) habe ich mich noch einmal auf den Weg in den Botanischen Garten Bonn gemacht, um mir dort das im Freiland stehende Exemplar (Bild 1) noch einmal wirklich genaue anzusehen - was ich bisher sträflicher weise versäumt hatte.
Dabei interessierten mich zunächst der nur primär verzweigte Habitus der Pflanze (Bild 27), der mir erst in der Literatur aufgefallen ist. Und natürlich auch die Eigenart der Wollemie, sich von ganzen Zweigen zu trennen, wenn diese zu alt geworden sind oder z.B. auch nicht mehr genug zur Photosynthese beitragen. Mehr dazu in den kommenden Bildern.
Bild 28: Ein Blick auf den Stamm mit den Zweigansätzen
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_26848244.jpg)
Wie in der Literatur beschrieben, sitzen die Zweige in einer Art kegelförmigen Hülle, an der die Sollbruchstelle als feine Rinne zu erkennen ist. Dort werden sie Zweige bei Bedarf abgeworfen.
(An Anatomical Assessment of Branch Abscission and Branch-base Hydraulic Architecture in the Endangered Wollemia nobilis; G. E. Burrows, P. F. Meagher and R. D. Heady, 2006).
Wie passt das nun zum Bild 3, das ja nicht nur die Rinde einer adulten Wollemie sondern eben auch zwei aufwärts gerichtete Verzweigungen zeigt, die die oben beschriebenen Eigenarten so ganz und gar nicht zeigen? Zwar gleicht sich die Rinde, doch die Verzweigungen sind so unterschiedlich, dass die Bilder auch von einer anderen Art stammen könnten. Bei der Pflanze aus dem Botanischen Garten Bonn dürfen wir uns sicher sein, aber auch der Bildautor des Rindenbildes zeigt (hier im Thread ist es das Bild 2) die typische "Polkappe" der Wollemie, so dass das Bild 3 wohl auch von der richtigen Pflanze stammt ...
Als Lösung bietet sich die vegetative Vermehrung der Wollemie durch Sprossung an, in Bild 3 könnte es sich also um Gabelungen des Haupttriebes handeln. Sicher bin ich mir aber nicht.
Bild 29: Ein abgeworfener Zweig vom Boden unter der Bonner Wollemie
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_27036197.jpg)
Der Zweig ist nur zwei Jahre alt geworden, stammt aber von der Rückseite der wohl zum Witterungsschutz dicht an weitere Nadelgehölze gepflanzten Wollemie. Da ist es recht dunkel und vermutlich wurden die unteren Zweige schon abgeworfen, weil sie nicht genug Licht bekommen haben. Die Blätter aus der letzten Wachstumsphase sind dabei deutlich größer als die aus der ersten. Vielleicht eine Reaktion auf die unglücklichen Bedingungen?
Bild 30: Ein sehr großes Blatt
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_34742292.jpg)
In der Artbeschreibung werden die ausgewachsenen Blätter der Wollemie mit einer Länge von typisch 6 bis 8 cm angegeben. Das Blatt hier ist mit gut 14 cm fast doppelt so lang und stammt auch von der schattigen Rückseite der Pflanze. Der begrenzende Faktor bei der Photosynthese an beschatteten Blättern ist oft weniger das fehlende Licht sondern die zu geringe Verdunstung, sprich mangelnde Wasserzufuhr für die Photosynthesereaktion. Dem versuchen viele Pflanzen durch vergrößerte Blätter entgegen zu wirken (Stichwort Schattenblatt (http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanik/136.html)).
Einmal vor Ort, habe ich noch einmal eine Probe genommen. Diesmal nicht nur ein Blatt sondern ein Stück eines Zweiges von der unauffälligen Rückseite der Pflanze. Mit den neuen Schnitten wollte ich einmal ausschließen, dass das "verquollene" Phloem ein Präparationsartefakt ist und zum anderen einen Blick auf den Spross mit den Blattansätzen werfen und bei der Gelegenheit natürlich auch einen Blick auf das Phloem des Sprosses werfen.
Bild 31: Zweig der Wollemie mit Schnittstellen
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_15147831.jpg)
Schauen wir uns zunächst noch einmal ein zweijähriges Blatt an. Blatt? Ja, auch wenn die Blätter der Wollemie nadelförmig sind, Nadeln sind sie nicht, den diese zeigen einen unifacialen mehr oder weniger symmetrischen Aufbau, während die Blätter der Wollemie bifacial mit deutlich erkennbarer Oberseite (Assimilationsparenchym) und Unterseite (Schwammparenchym) sind.
Die Präparation nach dem Schnitt der frischen Probe habe ich diesmal so sanft gestaltet, wie das bei den sehr harzhaltigen Blättern nur möglich war. Fixiert habe ich nur in Ethanol 70% mit etwas Formaldehyd, also ohne die quellend wirkende Essigsäure im AFE. Anschließend habe ich kurz (etwa 60 Sekunden) mit Klorix (1:4 in Aqua dest) gebleicht, um das Harz ein wenig in den Griff zu bekommen, das Chloralhydrat habe ich weg gelassen. Gefärbt habe ich dann mit W3Asim II, um auch hier eine Alternative zu haben - allerdings kommt in beiden Färbungen Acridinrot zum Einsatz.
Die Schnitte sind ein wenig "zugekleistert", da das Harz nicht vollständig entfernt wurde.
Bild 32a,b: Frischer Schnitt durch eiens der Leitbündel des 2-jährigen Blattes, Bild 32b mit Beschriftung; Vergrößerung 400x, Stapel aus je 15 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_17081330.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_29245900.jpg)
Um es kurz zu machen: auch hier ist schon das bekannte, deformierte Phloem zu erkennen. Auch treten wieder Calciumoxalat-Kristalle auf, die im einjährigen Blatt nicht vorhanden waren.
Wollemienblätter haben in der Regel 8 bis 9 parallel verlaufende Leitbündel. Hier sind 5 davon: trotz der geänderten Präparation das bekannte Bild.
Bilder 33a-g: Leitbündel aus dem Querschnitt des 2-jährigen Wollemienblattes, Bilder 33b & f mit Beschriftung; Färbung W3Asim II, Vergrößerung 400x, Stapel aus 11 bis 15 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_58231222.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_38669899.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_41961994.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_42720156.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_6695955.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_6098728.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_48721275.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_51415254.jpg)
Es fällt auf, dass die jeweils äußeren Leitbündel (33a,b & g) ein wenige stark deformiertes Phloem mit einem höheren Anteil an durchlässigen Siebröhren haben. Ansonsten das gleiche Bild wie in den vorangegangenen Präparationen vom 1- bzw. 4-jährigebn Blatt. Ein Präparationsartefakt ist damit aus meiner Sicht, auch mit Blick auf die frischen Schnitte, ausgeschlossen.
Wie bereits in der Unterschrift der Bilder 32 angesprochen: im 2-jährigen Blatt finden wir wieder jede Menge Calciumoxalat-Rhomben:
Bilder 34a-d: Querschnitt durch das 2-jährige Blatt, Bild 34b mit Beschriftung, Bild 34c & d (SW) im Polarisationskontrast, Vergrößerung 100x, Stapel aus 24 bzw. 21 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_27650666.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_59935503.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_41436551.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_21177019.jpg)
Im Vergleich mit den Bildern 20a&b fällt auf, dass die Kristallablagerungen im 2-jährigen Blatt denen im 4-jährigen Blatt in nichts nachstehen, während das Mesophyll im 1-jährige Blatt auch am Ende der Vegetationsperiode quasi frei von Calciumoxalat ist.
Werfen wir nun einen Blick auf den 2-jährigen Spross.
Bilder 35a-d: Der frische ungefärbte Spross, Bilder 35b & d mit Beschriftung, Vergrößerungen 50 und 200x, Stapel aus je 18 und 24 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_62951419.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_30871361.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_57766253.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_19606153.jpg)
Erläuterungen in den folgenden gefärbten Bildern.
Den Spross habe ich wieder in gewohnter Weise mit Dujardin Grün gefärbt, nach Fixierung in AFE und Reinigung bzw. Bleiche mit Klorix und Chloralhydrat.
Bilder 36a,b: Übersicht mit Blattansatz, Bild 36b mit Beschriftung, Vergrößerung 50x, Stapel aus je 28 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_65654790.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_7491836.jpg)
Wir sehen hier den gleichen Schnitt wie in den Bildern 35a & b, nur gefärbt und finden eine Holzteil mit einem Jahresring, der vom Aufbau her dem Holz der Eiben sehr ähnelt, das gilt auch für das oben liegende Blatt, dass hier noch komplett mit dem Spross verwachsen ist. Auffällig ist die Blattspur links unten (BS), aus der sich erst später die bis zu 9 parallelen Leitbündel des Blattes bilden.
Auch wieder dabei sind zahlreiche Sekretgänge (SG) mit ihrem innen liegenden Drüsenepitel (DEp)sowohl im Spross als auch im Blatt. Sklerifizierten Idioblasten und die sklerenchymatischen Fasern oberhalb des Phloems sind ebenfalls zu entdecken. Das Phloem des Sprosses sieht bei dieser Vergrößerung schon etwas deformiert aus, aber da müssen wir genauer hin sehen.
Bilder 37a-d: Xylem, Cambium und Phloem des Sprosses, Bilder 37b & d mit Beschriftung; vergrößerung 200 bzw. 400x, Stapel aus je 18 bzw. 16 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_38729837.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_44419457.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_9258442.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_44051841.jpg)
Wir finden einen klassischen Aufbau: auf das Xylem folgt das nun am Ende der Wachstumsphase direkt zwischen aus differenzierten Zellen liegende Cambium, darüber das Phloem, teils gefolgt von einem rötlich angefärbten disfunktionalen Teil und dann die die sklerenchymatischen Fasern. Den Abschluss nach oben hin bildet ein Rindenparenchym.
Auch hier sehen wir deformierte Phloemzellen, wie wir sie vom Blatt her kennen. Im Bild 37d sind einige besonders schöne Exemplare mit Pfeilen gekennzeichnet.
Der Blattansatz zeigt die selbe Anatomie wie die Querschnitte der Blätter selbst:
Bilder 38a,b: Blattansatz im Detail, Bild 38b mit Beschriftung; vergrößerung 100x, Stapel aus je 22 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_61295047.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_30068964.jpg)
Schön zu sehen die hier längs getroffenen, knochenförmigen Stomata und die stark ausgeprägte Cuticula auf Epidermis und teils sklerifizierter Hypodermis. Darunter ein schwach ausgeprägtes Assimilationsparenchym und eingelagert in das Mesophyll drei Leitbündel (natürlich mit deformiertem Phloem ...), Sekretgänge und Idioblasten.
Um das Bild abzurunden, noch einige Details:
Bilder 39a,b: Blattspur im Rindenparenchym, Bild 29b mit Beschriftung; Vergrößerung 100x, Stapel aus je 23 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_24867977.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_12954129.jpg)
Auffällig ist hier der große Anteil des - wenn auch deformierten - Phloems im Vergleich zum Xylem.
Bilder 40a,b: Markparenchym, Bild 40b mit Beschriftung; Vergrößerung 100x, Stapel aus je 20 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_61357242.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205230_32618992.jpg)
Auch im Markparenchym finden wir sklerifizierte Idioblasten. Umgeben ist das Mark von Primären Xylem und auf 8 und 2 Uhr lassen sich die Anfänge zweier Blattspuren erkennen.
Das Fazit bis hier hin:
- Viele Siebröhren des Phloems in Blättern beliebiger Altersstufen und des Sprosses sind deformiert,
die Zellen der Siebröhren wirken wie zugequollen.
- Im Vergleich der unterschiedlichen Präparationsgänge und mit den frischen Schnitten ist
ein Präparationsartefakt quasi ausgeschlossen
- Die Einlagerung von Calciumoxalat erfolgt anscheinend schon in der zweiten Wachstumsphase eines
Blattes, danach ist nur noch wenig Änderung erkennbar.
Was bleibt zu tun?
Ich hoffe, bald die Arbeit zur Blattanatomie der Wollemie zu bekommen:
Australian Journal of Botany 47(5), 1999, S. 795 - 806
"Leaf Anatomy of Wollemi Pine (Wollemia nobilis, Araucariaceae)"
Geoffrey E. Burrows and Suzanne Bullock
und bin gespannt, was die Autoren zum Phloem sagen.
Und natürlich: wie schon von Detlef vorgeschlagen, werde ich im kommenden Frühjahr frische junge Blätter schneiden und auch schauen, ob die beobachtete Deformation des Phloems in den älteren Blättern vielleicht reversibel ist. Dies würde dann auf einen Witterungsschutz in der Ruhephase hindeuten.
Von Längsschnitten erwarte ich mir keine neuen Erkenntnisse, werde sie aber bei Gelegenheit nachliefern.
Vielen Dank fürs Lesen, Anregung und Kritik sind wie immer willkommen.
Herzliche Grüße
Jörg
Liebe Pflanzenfreunde,
einen hab' ich noch. :) - Auch wenn das bedeutet, dass ich mir zum dritten Mal selber antworte. Immerhin bleibt das Thema Wollemie so schön beieinander.
Hier die angedrohten Längsschnitte, die natürlich auch die zu gequollenen Siebröhren (in den folgenden Bildern als disf PL - disfunktionales Phloem bezeichnet) zeigen.
In einem Schnitt tauchen dann auch einmal Siebplatten auf, die mir in den Querschnitten bisher entgangen sind.
Die Präparation erfolgte wieder wie im Eingangsposting beschrieben, die Färbung ist Dujardin Grün.
Zunächst aber noch einmal ein Querschnitt zur Orientierung:
Bilder 13c,d: Blattquerschnitt mit Leitbündel und Palisadenparenchym, Dujardin Grün, 13d mit Beschriftung; Vergrößerung 200x, Stapel aus je 25 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_22129877.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_34909758.jpg)
Und wie sieht das im Längsschnitt aus? Schauen wir es uns an:
Bilder 41a-d: Überblick im Längsschnitt aus zwei unterschiedlichen Präparaten auf Ebene eines Leitbündels, Bilder 41b & d mit Beschriftung; Vergrößerung 200x, Stapel aus je 31 bzw. 32 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_22013973.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_30157691.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_28505784.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_27886461.jpg)
Die beiden letzten Bilder entstammen einem etwas dickeren Präparat und haben daher eine rötliche Färbung, da die Zellen tieferliegender Zellschichten durchscheinen und auch die Differenzierung nicht so gut gelungen ist.
Wir finden alle Gewebetypen aus dem Querschnitt wieder, von oben (Blattoberseite) nach unten (Blattunterseite) ergibt sich gemäß Bild 41b: Cuticula (Cu) mit Calciumoxalat-Einlagerungen (in 41a & b sehr schön zu sehen), Epidermis (Ep) und Hypodermis (Hyp) mit je einer Zelllage, Assimilationsparenchym (AP), dann vermutlich ein Artefakt oder eine unglücklich angeschnittene Faserzelle (Art?), die Leitbündelscheide (LBS), das Xylem (Xl) mit verschiedenartigen Tracheen und Tracheiden (T), die wir uns im Detail noch genauer ansehen werden, drei Reihen Hoftüpfel (HT), das Phloem (Pl), das auch hier schon die typisch verschwommene Struktur zeigt, wieder die Leitbündelscheide (LBS) gefolgt vom Schwammparenchym (SP), in das ein angeschnittener sklerenchymatischer Idioblast eingelagert ist (sklIb). Den Abschluss bilden wieder Epidermis und Cuticula mit eingelagerten Stomata (St).
Bei den Hoftüpfeln schauen wir nun etwas genauer hin:
Bilder 42a,b: Hoftüpfel und verschiedene Tracheen/Tracheiden im Längsschnitt, Bild 42b mit Beschriftung; Vergrößerung 400x, Stapel aus je 18 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_2494245.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_35155182.jpg)
Neben den Hoftüpfeln erkennen wir nun auch deutlich den unterschiedlichen Aufbau der Tracheiden: wir finden ringförmige und spiralige Verstärkungen. Darunter das in Teilen verquollene Phloem und rechts einige Zellkerne (ZK). Den Abschluss nach unten bilden wieder eine sklerenchymatische Faser, die Leitbündelscheide und dann das Schwammparenchym.
Beim Schnitt oder der nachfolgenden Präparation haben sich einzelne Zellen aus dem Zellverbund gelöst und liegen nun quer (Art).
Werfen wir nun einen genaueren Blick auf die zu gequollenen Siebröhren im Phloem (hier disf Pl):
Bilder 43a,b: Das Phloem im Längsschnitt, Bild 43b mit Beschriftung; Vergrößerung 400x, Stapel aus je 6 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_32076356.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_40062198.jpg)
In den eingekreisten Stellen sehen wir, dass das Lumen der Siebröhre nicht völlig verschlossen ist und die Verengung über eine längere Strecke und nicht nur punktuell verläuft.
Dazu ist zu sagen, dass wir in den Querschnitten auch völlig verschlossene Phloemzellen gesehen haben und es stellt sich die Frage, ob die im Querschnitt offenen Siebröhren vielleicht im weiteren Verlauf noch zu gequollen sind oder tatsächlich arbeitsfähig sind.
Zu Schluss noch einen Blick auf die Siebplatten:
Bilder 44a,b: Siebplatten im längs angeschnittenen Phloem, Bild 44b mit Beschriftung, Vergrößerung 400x, Stapel aus je 5 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_31937406.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/205906_34365244.jpg)
Hier liegen am Ende einer Siebzelle augenscheinlich mehrere Siebfelder hintereinander. Leider habe ich diese Übergänge nirgens im Querschnitt oder längs in anderer Orientierung gefunden. Die Siebzellen scheinen also recht lang zu sein und wir sehen einen Zufallstreffer an einer nicht sehr schönen Stelle des Schnittes - daher der rötliche Touch wie auch schon in den Bildern 41c & d.
Unter dem Siebfeld eingekreist wieder eine zu gequollene Siebröhre.
Nun bleibt tatsächlich nur noch das Warten auf den Frühling. :)
Abermals vielen Dank fürs Lesen, Anregung und Kritik sind wie immer willkommen.
Herzliche Grüße
Jörg
Edit: Siebröhren durch Siebzellen ersetzt, danke Detlef!
Lieber Jörg,
das sind von Dir - wie immer - ganz hervorragende Bilder und außerordentlich liebevolle Erläuterungen. Ich sehe Deine Beiträge stets mit großer Freude an, nicht zuletzt auch, weil die Bilder für mich einen großen ästhetischen Reiz haben. Die Dujardin grün Färbung ist wunderbar farbenprächtig.
Ganz herzlichen Dank für Deinen Beitrag!
Schöne Grüße
Jürgen
Lieber Jörg,
es ist nahezu unglaublich, welche Mühe Du Dir machst und mit welcher Akribie Du die Probleme heraus arbeitest und nach Lösungen suchst. Dabei sind die Fotos samt und sonders erstklassisch. Nur weil ich Dich als Perfektionisten kenne, eine (positiv) kritische Anmerkung.
Eigentlich sollten Gymnospermen überhaupt keine Siebröhren besitzen, sondern Glieder aus Siebzellen. Die longitunale Verbindung erfolgt über Tüpfel mit Plasmodesmata. Wirklich erkennbar ist dies an Deinen Fotos nicht und ich weiß auch, dass sich bei dieser systematischen Pflanzengruppe schon Merkmale der Angiospermen finden; Prof. Kluge hat bei Deinem Vortrag in Darmstadt, den ich halten durfte, darauf hingewiesen. Ich meine jedoch, dass es sich bei der Wollemie eher noch um Tüpfelfelder handelt. Man sollte der Sache mit dem TEM nachgehen. Oder ist da schon etwas bekannt?
Egal, tolle Arbeit!
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Jürgen,
vielen Dank für Dein großes Lob, über das ich mich sehr gefreut habe!
Lieber Detlef,
auch Dir natürlich herzlichen Dank und das schon zum zweiten Mal in diesem Thread!
Danke vor allem auch für Deinen Hinweis! Und nein, ich habe noch keine weiterführenden Informationen.
Ich hoffe jedoch, in dem Artikel "Leaf Anatomy of Wollemi Pine (Wollemia nobilis, Araucariaceae)" von Geoffrey E. Burrows und Suzanne Bullock aus dem Australian Journal of Botany 47(5) (1999, S. 795 - 806), der mir leider noch nicht vorliegt, etwas dazu zu finden.
Wie würdest Du denn die Strukturen in den Bildern 44 deuten? Tüpfelfelder könnten da m.E. schon passen ...
Die Analyse per TEM oder auch als Kryobruch im EM wäre natürlich eine tolle Sache! Ich habe noch genügend fixiertes Material in Ethanol, wer also über die Hardware verfügt und Lust hat, sich mit der Wollemie auseinander zu setzen, kann gerne etwas bekommen. Einzige Bedingung: die Ergebnisse müssen hier im Thread veröffentlicht werden und ich hätte die Bilder auch gerne für die Webseite der MKB. :)
Und mal ganz direkt: Horst-Dieter, wie schaut es aus, wäre das nicht was fürs SFZ in Kassel? :)
Allen herzliche Grüße
Jörg
p.s.
Ich habe noch mal nachgelesen. Ähnlich wie bei den Tracheiden und Tracheen des Xylems gibt es auch beim Phloem eine entsprechende Entwicklung hin zu leistungsfähigeren Systemen (Esau, Pflanzenanatomie, 1969, S. 199 ff.), an deren Ende die Siebröhren mit Geleitzellen stehen, wie sie bei vielen Angiospermen zu finden sind. Bei den Gymnospermen überwiegt die einfachere Konstruktion aus Siebzellen und Phloemparenchym, wie von Detlef beschrieben (Vasishta, Sinha, Kumar; Botany for Degree Students - Gymnosperms, 2016, S. 333).
Im Esau findet sich auf Seite 203 in der Abbildung 80 ein Siebfeld von Nicotiana, das den Strukturen im Bild 44 hier sehr nahe kommt. Es sollte sich also um Siebfelder mit Siebporen handeln, die spezialisierte Tüpfel sind. Es wird vermutet, dass das Phloemparenchym ähnliche Aufgaben wie die Geleitzellen bei moderneren Pflanzen übernimmt.
Die Erläuterungen zu Bild 44 habe ich entsprechend korrigiert.
Liebe Pflanzenfreunde,
noch ist kein Ende in Sicht. :)
Dank den Mühen von Detlef und Rainer (auch hier noch einmal herzlichen Dank!) habe ich gestern den Artikel zur Blattanatomie der Wollemie von Burrows & Bullocks bekommen und natürlich gleich verschlungen.
Um es vorweg zu nehmen: eine handfeste Lösung zum "verquollenen" Phloem bietet der Artikel nicht - nur Ideen, die aber eine Prüfung mit Proben aus der nächsten Wachstumsperiode brauchen.
Warum schreib' ich dann schon wieder? Ganz einfach: ich habe etwas übersehen, das für die Einordnung der Wollenie in der Familie der Araukariengewächse ausschlaggebend ist:
Eines der Ziele der Arbeit von Burrows und Bullocks war es, die systematische Zuordnung der Wollemie zu untermauern. In der Familie der Araukariengewächse (Araucariaceae) gibt es mit der Entdeckung der Wollemie drei Gattungen: Araucaria, Agathis und Wollemia. Wollemia wird dabei näher an der Gattung Araucaria gesehen und hat sich entwicklungsgeschichtlich früher entwickelt als Agathis, die somit die jüngste Gattung in der Familie ist.
(Burrow & Bullocks, 1999, [3]).
Dies leiten die Autoren vom Vorhandensein sogenannter Compartemented Cells - Schleimzellen mit einer strukturierten Pektinfüllung - ab. Diese finden sich bei Araucaria und Wollemia, nicht aber bei Agathis.
Für die Araukarien haben Mastroberti und de Araujo Mariath die Compartemented Cells genauer beschrieben [4] & [5]. Die erste korrekte Beschreibung geht jedoch auf Bamber et al. (1978) zurück, während sie Barsali (1909) noch als große Interzellularräume interpretiert hat.
Große Interzellularräume bzw. große Zellen mit dünnen Zellwänden im Schwammparenchym? Das kennen wir auch von den hier gezeigten Schnitten der Wollemie, z.B. im Bild 11d:
Bild 45: Bild 11d mit Compartemented Cells
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/206202_36536898.jpg)
Die Pfeile weisen auf einige der großen Zellen im Schwammparenchym - leider sind sie völlig leer ...
Die Compatemented Cells sind Zellen, die ein Pektin produzieren und einlagern, bis das gesamte Lumen der Zelle damit gefüllt ist. Dann sterben sie ab. Dabei erhält die Pektinschleim-Füllung eine Struktur, die an eine Unterteilung des Zellinneren erinnert, daher der Name. ([4], S. 269, Fig. 5). Da diese Zellen einen sehr großen Raum im Mesophyll einnehmen, müssen sie für die Araukarien einen großen Vorteil gebracht haben. Vermutet wird eine Funktion als Wasser- und/oder Stoffwechselprodukt-Speicher.
So, und wo sind diese Zellen mit ihrer seltsamen Schleimfüllung nun in meine Schnitten? Ich hab sie alle fein säuberlich ausgeputzt ... :)
... wirklich alle? Nein, mit etwas Glück konnte ich in zwei etwas dicker geschnittenen Präparaten einige Zellen finden, auf die die Beschreibung passt und die auch noch Reste der Schleimfüllung enthalten. Die Strukturen, die zum Namen Compartemented Cells geführt haben sind jedoch verschwunden: sicherlich ein Effekt der Behandlung mit Klorix und Chloralhydrat.
Bilder 46a,b: Compartemented Cells in der Übersicht, Bild 46b mit Beschriftung. Dujardin Grün, Vergrößerung 100x, Stapel aus je 34 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/206202_21617827.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/206202_13915714.jpg)
Sicher ahnt Ihr, wofür CC hier steht. ;) - Mittig eines der Exemplare mit den Resten der Schleimfüllung, leider aber etwas geschrumpft und eben strukturlos. Im Detail schaut das dann so aus:
Bilder 47a-c: Compartemented Cells im Detail, Bild 47b mit Beschriftung; Vergrößerung 400x, Stapel aus je 37 bzw. 29 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/206202_33673365.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/206202_38430720.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures005/206202_32155658.jpg)
Hier noch die ziterten Artikel:
[3] Australian Journal of Botany 47(5), 1999, S. 795 - 806
"Leaf Anatomy of Wollemi Pine (Wollemia nobilis, Araucariaceae)"
Geoffrey E. Burrows and Suzanne Bullock
[4] Australian Journal of Botany, 2003, 51, 267–274
Compartmented cells in the mesophyll of Araucaria angustifolia (Araucariaceae)
Alexandra A. Mastroberti and Jorge Ernesto de Araujo Mariath
[5] Revista Brasil. Bot., V.26, n.3, p.343-353, jul.-set. 2003
Leaf anatomy of Araucaria angustifolia (Bertol.) Kuntze (Araucariaceae)
ALEXANDRA A. MASTROBERTI and JORGE E.A. MARIATH
Wie immer vielen Dank fürs Lesen, Anregung und Kritik sind auch dieses Mal willkommen.
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo Jörg,
vermutlich verzichtbar nach Deiner überaus gründlichen Recherche – Rutheniumrot zum Pektinnachweis.
Viele Grüße,
Heiko
Lieber Heiko,
danke für Deinen Hinweis! Ich habe die Info zum Inhalt der Compartemented Cells aus den zitierten Artikeln, werde mich aber schlau machen, wie der Nachweis funktioniert.
Im Frühjahr will ich ja noch mal ran und da will ich mir die "Schleimbeutel" auch mal im Frischpräparat ansehen und dabei wenn möglich den Nachweis durchführen.
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo Jörg
Der Beitrag ist wirklich spannend, ich habe ja schon ein paar Mal angefangen, heute habe ich es erstmals geschafft den Artikel zur Gänze durchzuarbeiten ...
Da kann ich wirklich nur gratulieren :-)
Liebe Grüße
Gerhard
Lieber Gerhard,
auch Dir vielen Dank für Dein Lob!
In zwei Wochen auf der Kornrade werde ich etwas zu Wollemie erzählen und wir werden anschließend Proben der Pflanzen aus dem Botanischen Garten der TU schneiden - ich hoffe, ich kann das Rätsel rund um das Phloem der Bonner Pflanzen dann auflösen.
Herzliche Grüße
Jörg
Liebe Kornrade-Besucher,
da ich bereits gefragt wurde: der in meinem letzten Beitrag hier angekündigte Workshop auf der Kornrade ist das klassische "Schneiden, Färben, Legen" mit Spross und Blatt der Wollemie.
Wer möchte, kann hier als Anfänger die Techniken von der Probenahme bis zum Eindecken eines gefärbten Schnittes üben oder sich als erfahrener Schnippelt einfach in geselliger Runde sein Wollemien-Präparat machen.
Wer hat, bitte an das übliche Zubehör (Besteck, Objektträger, Deckgläser, Mikrotom, Ethanol, Isopropanol etc.) denken. W3Asim II wird gestellt.
Es gilt die alte MKB-Garantie: jeder Teilnehmer nimmt mindestens ein gelungenes Dauerpräparat mit nach Hause.
Allen herzliche Grüße und bis bald auf der Kornrade!
Jörg
Liebe Pflanzenfreunde,
leider ist die 14. Kornrade schon wieder vorbei. Hier noch einmal herzlichen Dank an die Organisatoren, allen voran Detlef und Wolfgang, sowie allen Referenten für ein wieder sehr gelungenes und interessantes Treffen!
Wie angekündigt, gab es neben einem Vortrag, der im Wesentlichen die Erkenntnisse aus dem vorliegenden Thread darstellte, auch einen Schnippel-Workshop mit frischen Proben von den Wollemien im Botanischen Garten der TU Darmstadt. Es ist nicht selbstverständlich, sich als Laie so frei an den Pflanzen bedienen zu dürfen, daher hier auch meinen Dank an Herrn Schneckenburger und Herrn Werner! Hier nun aber die Ergebnisse von den Blattquerschnitten der "Darmstädter":
Bild 48: Bei der Probenahme im Überwinterungsquatier
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/213824_41124607.jpg)
Um es kurz zu machen: auch in den Blättern der Wollemien aus Darmstadt findet sich das auf gleiche Weise deformierte oder "aufgequollene" Phloem, das wir schon an den Bonner Pflanzen beobachten konnten.
Die Färbung ist diesmal wieder W3Asim II, da uns Dujardin Grün wegen der aufwändigeren Verarbeitung im Workshop nicht zur Verfügung stand. Auch waren Fixierung, Entwässerung und Bleiche auf die unbedingt notwendigen Minimalzeiten reduziert, was sich teils in Präparationsartefakten vom nicht gänzlich entfernten Harz aus den großen Harzgängen nieder schlägt.
Bilder 49a,b: Zweijähriges Blatt der Wollemie aus Darmstadt, Querschnitt aus der Blattmitte, Bild 49b mit Beschriftung; Vergrößerung 200x, Stapel aus je 23 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/213824_8387305.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/213824_8335209.jpg)
Bilder 50a,b: Das Leitbündel noch einmal im Detail, Bild 50b mit Beschriftung; Vergrößerung 400x, Stapel aus 8 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/213824_6199263.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/213824_52843221.jpg)
Der Vergleich z.B. mit den Bildern 13c&d, 18a&b oder 33a-g weiter oben im Thread zeigt keinen Unterschied.
Somit haben wir bei zwei verschiedenen Bonner Pflanzen und zwei Darmstädter Pflanzen jeweils das gleiche Bild. Wir erinnern uns: Herr Burrows hatte Ende letzten jahres freundlicherweise seine eigene Wollemie in Australien geprüft und ein normales Phloem vorgefunden.
Wie ist das zu deuten? Eine krankhafte Veränderung kann meines Erachtens ausgeschlossen werden, da sie über alle beprobten Pflanzen sehr unwahrscheinlich ist. Was bleibt, wäre eine Schutzreaktion der Siebzellen in der Ruhephase, die mit Beginn der nächsten Wachstumsphase zurück gebildet wird.
Dazu war es diesmal noch zu früh, ich werde also ab Mitte Mai noch mal Proben in Bonn nehmen und auch die Kollegen aus Darmstadt wollen dann noch einmal schauen. Da freue ich mich besonders auf die Ergebnisse - am besten einfach den Thread hier fort schreiben.
Es gibt aber noch ein weiteres Ergebnis. Wie in dem Artikel "Leaf Anatomy of Wollemi Pine (Wollemia nobilis, Araucariaceae)" von Geoffrey E. Burrows and Suzanne Bullock beschrieben, nehmen die Transfusionstracheiden (TTr) an der Blattspitze mehr Raum ein, als in der Blattmitte:
Bilder 51a,b: Ein Leitbündel aus der Blattspitze, Bild 51b mit Beschriftung; Vergrößerung 400x, Stapel aus 10 Bildern
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/213824_19088444.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/213824_44428716.jpg)
Das zeigt, dass es durchaus nicht ausreicht, einen Schnitt an beliebiger Stelle z.B. eines Blattes zu machen und darauf auf den Bau des gesamten Blattes zu schließen. Auch interessant: in der Blattmitte finden wir 11 Leitbündel, im Schnitt von der Spitze sind es nur noch 3.
Leider wieder nur ein Zwischenstand, Ende Mai lesen wir uns - hoffentlich - wieder.
Kommentare und Kritik sind wie immer sehr willkommen,
herzliche Grüße
Jörg
Liebe Pflanzenfreunde,
nun wird es spannend: die Wollemien im Botanischen Garten der Univerität Bonn beginnen auszutreiben, die Ruhephase ist also vorbei:
Bild 52a,b: Zweigspitze und Spitze eines Nebentriebs der Wollemie im Freiland
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/215139_40755425.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/215139_60359729.jpg)
Bild 53: Die Wollemie im Überwinterungshaus ist schon etwas weiter
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/215139_58829800.jpg)
Die Pflanzen in Darmstadt dürften auch soweit sein, wer also Lust hat, sich am Enträtseln zu beteiligen: ich würde mich sehr freuen.
Bei der Probenahme gilt natürlich: erst Fragen, dann Schneiden. :)
Ich selbst hoffe, am kommenden Wochenende präparieren zu können.
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo Jörg
Es fällt schon auf was für Mühe Du Dir mit diesem Beitrag gibst, ich finde es toll und lese es gerne ...
Danke & liebe Grüsse
Gerhard
Lieber Gerhard,
danke Dir!
Ich finde die Suche nach der Ursache für das deformierte Phloem sehr spannend und hoffentlich gibt es Ende der Woche mehr zu berichten.
Wobei ich auch sagen muss: selbst wenn die ganz frischen Blätter ein normales Phloem zeigen: ist die Derformation in den älteren Blättern nicht reversibel, dann wird die weitere Untersuchung mit den Möglichkeiten eines Laien schwierig bis unmöglich.
Drück' die Daumen! :)
Herzliche Grüße
Jörg
Liebe Pflanzenfreunde,
leider ist es mit dem Mai nichts geworden - unter anderem auch, da ich bis nach dem Dörnberg-Treffen warten wollte, um dem dortigen Vortrag nicht die Spannung zu nehmen.
Um es hier kurz zu machen: bei den Wandverdickungen der "zugequollenen" Siebelemente der Wollemie handelt es sich um sogenannte Nacréwände, die bei der Ausdifferenzierung der Siebelemente dazu dienen, nicht mehr benötigte Zellinhalte abzubauen und anderweitig verfügbar zu machen. Bei einigen Arten bleiben diese bis zum Absterben der Siebelemente erhalten, so ist es auch bei der Wollemie.
Der Weg dahin führte zunächst über Präparate der frischen Triebe an den Bonner Pflanzen - die ebenfalls schon Nacréwände zeigen. Damit war die Theorie einer Schutzfunktion in der Ruhephase widerlegt. Also nochmal intensives Literaturstudium. Bei Esau (S. 206, Wandaufbau) und Eschrich (S. 143) wird man dann fündig.
Schön war, dass die Aussage Nacréwände auch an Proben einer australischen Pflanze bestätigt werden konnte: Prof. Burrows war so nett, eine Probe zu schicken.
Somit ist das Rätsel gelöst.
Hier ein Bild vom Leitbündel aus einem Blatt der australischen Probe mit Beschriftung:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures007/221215_37296927.jpg)
Wer es genauer wissen möchte, wird auf der Webseite des MKB fündig:
Die Wollemie - und eine offene Frage (http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanik/231.html)
Nun ja, nun ist sie ja geklärt. :)
Herzliche Grüße
Jörg