blitzschnelle tierchen fotografieren.
wenn ein 15µ-tier 180µ in der sekunde zurücklegt, was tun?
das wären übrigens 21m/sek. beim menschen.
da man ihnen bei hoher vergrösserung niemals folgen kann, muss mit niedriger
vergrösserung fotografiert und dann zb. nur 1/10, oder sogar weniger, fläche ausgeschnitten werden
(dann mit pixel). letzteres bereits bei tieren <30µ.
meist geht´s auch um die deutliche darstellung der wimpern, geisseln, flagellen und zirren.
dieses problem haben die DSRL-kameras die blitzen, wie auch die okular-kameras ohne blitz.
letztere verstärken bzw. erhöhen die empfindlichkeit um 3-8x, was zu deutlichen pixeln führt.
die "blitzer" gehen auf mittlere vergrösserungen mit 50-100 auslösungen, für 1 zufalls-treffer,
brauchen dann aber auch leichte ausschnitte. manche quetschen die tiere. wenn die grösser sind,
sehen dann viele rund- oder oval-gequetscht aus.
aktualisiert: die ideen von gerd ändern aber nichts an der extremen geschwindigkeit der tiere!
gerd, mach mal ein foto eines tieres, das in 0,1 sekunde dein bildfeld verlässt! >:(
... und dann noch in allen möglichen ebenen flitzt.
die unten von gerd aufgezählten 4 martin´schen techniken, erleichtern sicher und minimieren
eventuell von 100 auf 30 aufnahmen, glaube ich. digital ja kein problem.
ich hatte mal eine IR-sensor-lösung wo ein fallendes haar den blitz (inkl. kamera) auslöste.
das war aber im entfernungs-bereich einer normalen kleinbildkamera von ca. 30-50cm. ... sowas wär´s doch! :)
heinrich: das ändert aber leider nichts an der geschwindigkeit. ich hatte bei einer leitzahl von ca.40/100ASA nie ein problem wegen zu wenig licht.
im gegenteil, ich musste vor den blitzer (einst mit der nikon coolpix 990) immer 1-5 tranpsrent-papiere (je nach vergrösserung) anbringen.
das habe ich schon versucht, bzw. werde es versuchen:
a) kreuz´sche quetschung: bis an die lebensgrenze, grosse dann leider zu flach, tier dann unrealistisch.
ganz kleine, mit zb. 5-10µ, schlecht quetschbar.
b1) tapetenkleister methylan (=methyl-zellulose?): einige "segnen das zeitliche" und z.t. osmotische zersetzung.
ich hatte es event. zu wenig verdünnt. und vor allem bei phasenkontrast stark störende "wolkenbildung".
siehe PH-foto ganz unten auf seite 2.
b2) methylhydroxyethylcellulose und methylhydroxypropylcellulose wurde 2012 hier mal als sehr gut
bewertet! die passende verdünnung vorausgesetzt, sterben kaum tiere. meine stammlösung hat die
konsistenz von ´warmen honig´.
erweiterung vom 22.10.2020: 2 tage nach anrühren der konz. stammlösung ist sie klar (von alleine, dann
ohne blasen).
stammlösung ca. 1:1 mit plankton langsam verrühren! ergebnis: sehr gut. nur ganz wenige flagellen
wurden nach längerer zeit abgeworfen. nebeneffekt: viel weniger verdunstung der flüssigkeit.
ich hab in der apotheke 26€ / 100gr. bezahlt ... das reicht für´n ganzen ozean ;). unter anderem namen
event. auch billiger zu kaufen. ich kürze den ellenlangen namen so ab: "MHPC".
b3) vier tapetenkleister probiert: sehr störende riesige klare "fladen" oder "würste" = völlig ungeeignet!
ausserdem sterben viele tiere wegen der zusatzstoffe (z.b. fungizide).
c) magnesiumchlorid-lösung: sehr unterschiedliche wirkung bei verschiedenen arten.
event. tod und abwurf von geisseln, flagellen usw...
d) erwärmung/wärmestarre: heiztisch (eher regelbarer wärmetisch bis max. 40°) nötig und nur wenige
"halten sich dran". öfter tod u. sogar autolyse. schnelles verdunsten. vorherige, separate OT-erwärmung,
neben dem mikroskop, hält nicht lange.
e) ein bekannter ist raucher und hatte es mit freiem tropfen (ohne DG) und rauch-hinpusten
versucht. erstmal trübe oberfläche und reihenweise tote, die an die oberfläche müssen.
"sternstaub" hat nikotin eingebracht. taback in wasser einweichen und diese flüssigkeit
dann ins plankton einbringen. ich werd´s versuchen.... ergebniss in eigenem eintrag hier unten lesen....
f) verschiedenste chem. substanzen in hoher verdünnung: autolyse, noch schnelleres "im kreis drehen",
osmotisches platzen uvm...
g) avi-filmen und anschliessendes zusammensetzten wie in der astronomie geht, alleine
wegen der form-veränderung und rotation der tiere in bewegung, nicht.
h) ein ganz schlauer, hatte vor 60 jahren mal geringe spannung direkt ins plankton mit leichter
physiolog.salz-lösung eingeleitet. angeblich ab bestimmten wert nur tote, keine verlangsamung.
i) quittenschleim fehlt lt. martin ("hebi19"), richtig. aber quitten gibts bei mir am bodensee nicht immer.
müsst ich mal in verschiedenen konzentrationen probieren. hat einer sowas z.b. in pulverform?
das könnte ein favorit werden. aufbereitung und aufbewahrung (event. des pulvers) noch unklar.
j) von jürgen kommt in der liste noch CO2 dazu. nur noch technik der mini-portionierung ungeklärt.
k) peter: gelatine warm auflösen und anschliessend kalt ins plankton z.b. 1:10 tropfen ... ob das klappt?
l) kurt bringt hier pantocain oder tetracain als weiteres dazu. bezugsquelle?
m) als nächstes wird "urin" genannt. na ja....wer´s versuchen will, melde sich (auch anonym).
n) das von michael/mikromicha eingebrachte "mais-feld-labyrtinth für pantoffeltiere" ist für die grösseren
tiere sicher interessant. bei echten flitzern wie z.b. der kreiseldose aber reichts nicht. bei dieser kommen
zur eigen-rotation noch die sprunghaften positionswechsel dazu. vaseline-schlieren sind dann ein fall
für photoshop.
o) "brauer" hat interessante infos bezüglich glyzerin. aktuell 1:1-1:100 getestet: C=rund+tot bei cirren
diese zuerst starr, dann autolyse, RT=tönnchen+event.tot, N= langsamer qualvoller tod, A= starr+tot,
FL=je kleiner desto widerstands-fähiger und beweglich (Körper10-20µ) leben bei 1:50 noch.
p) "heiko ressin": "MS222" (betäubungsmittel für fische) wär eventuell auch noch zu testen.... hat´s einer
von euch probiert?
qu) die lichtfixierung von "paramecium" thilo ist eine interessante sache.
siehe genauen text v.thilo: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=31708.0
meine bedenken liegen...
qu1. bei meinen augen, die im schlimmsten fall geschädigt werden könnten (z.b. b.fehlbedienung)
qu2. bei der 1/2 stündigen "begleitung" eines
tieres im mikro. diess führt dann eventuell. zum fingerkrampf. wie in der astronomie müsste man
hierbei ein "mikro-guiding (autom. nachführung) einführen. geht aber nicht. und...
qu3. und wer kann mit 1000x einem 10µ-tier mit einem sehfeld von 0,2mm dauernd nachflitzen?
ich kann´s sicher nicht.
trotzdem könnte es thilo irgendiwe hinbekommen.
r) von thilo: natriumsodium-carboxymethylcellulose in 1-2%iger lösung hinzugefügt. ergebnis unbekannt.
bei thilo nachfragen.
s) von päule heck: 1-2 tropfen 80%igen alkohol unterm DG durchziehen....
ob das ausser schwips nicht zu schrumpfung und tötung führt?
t) agar-agar: bleibt "steinig" und nach mässigem erhitzen zwar aufgelöst, doch waren alle tiere tot
(auch aufgelöst).
würde mich freuen, wenn eine/r eine praktikable lösung hätte,
...... bzw. sich mal einen punkt konkret in verschied. konzentationen "vornimmt".
hinzufügung v. 9.6.2018:
ich verwende die abkürzungen an aufklebern der planktongläsern.
abkürzungen für plankton-suche:
(nur beispiele)
A=amöbe (nackt-amöben)
AL= algen+fadenalgen (ohne D+JA)
B=bakterien
BA= blaualgen/cyanobakterien
BT= bärtierchen
C= ciliaten, cirren-tierchen
D= diatomeen
DIN= dinoflagellaten
EI= eier+eihüllen
EU= euglena
FAS= fasern/haare
FL= flagellaten (1-2 flagellen)
GA= goldalgen
GL= glockentierchen
GT= gefäss-teile (nicht dentritus!)
HY= pilzhyphen/pilzteile
IN= insekten/-teile
JA= jochalgen
MIN = mineralien+steinchen
MK= muschelkrebs
N= nematode
P= pollen
PT= pantoffeltierchen
RU= ruderfusskrebs
RT= rädertierchen
SA= schalenamöbe+gehäuse
ST= strahlen- u. sonnentierchen
SW= strudelwürmer
WA= wasserflöhe
ZA= zieralgen
günther / güntherdorn
Hallo Günther
In Deiner Aufzählung fehlt der Quittenschleim....
Martin
Edit: und natürlich fehlt das BLITZGERÄT...."friert" die Bewegungen ein
Hallo Günther,
wie gerne würde ich Dir helfen, aber gerade vorgestern hat meine gebrauchte Canon EOS 5D Mark II denn Geist augenscheinlich aufgegeben. Rien ne va plus! Ob ich die nochmal hinkriege???
Ich war halt noch voll beim Experimentieren, weshalb ich konkret noch keine Bilder vorweisen kann, aber was auch immer an bewegungshemmenden Mitteln vorgeschlagen wird, das "Einfrieren" durch extrem kurze Blitzzeiten bleibt die Methode der Wahl.Meinen Speedlite von Canon habe ich durch das Neewer NW-565 EX Blitzgerät Test hier (https://nachbelichtet.com/2016/10/09/sehr-guenstig-geblitzt-das-neewer-nw-565-ex-blitzgeraet-im-test/2/) ersetzt. von diesem habe ich die Frontscheiben entfernt, so dass ich das Blitzlicht konzentrieren kann(ich habe einen "Stahlschmidt"- Blitzwürfel). ich weiß nicht , ob Du weißt , wie er konstruiert ist, siehe deshalb hier (http://www.nwv-hagen.de/mikroskopie%20aufsetzblitz.htm), besonders das kleine Bild.In dem Alutubus steckt die Sammellinse.
Mein Plan ist, das Blitzlicht so zentral auf diese Sammellinse zu fokussieren, dass sogar Dunkelfeldfotografie damit möglich wäre. Ich habe mit starker Alufolie (Servierschalen aus der Gastronomie) trichterförmige Röhrchen gebastelt und durch diese den (32mm im Durchmesser)Tubus mit dem Blitzrefleflektor verbunden. Es mir 2mal geglückt ein blitzhelles, d.h. stark überbelichtetes, aber homogenes Bild (ISO 50 bei 1/16600s Blitzzeit zu erhalten, aber diese Laienbastelei ist doch zu windig um reproduzierbar zu sein. Vor längerer Zeit habe ich Adalbert eine PN geschrieben, er schlug Lupen aus der Elektronik als Fokussiermittel vor.
Vielleicht hast Du als Profi einen Geistesblitz! 8)
Laiengrüße von
Heinrich
War zwar als PN an Günther gedacht, aber große, hilfreiche Geister gibt's auch hier zuhauf!
Schönen dank im Voraus!
Hallo Günther,
warst Du nicht auch auf der letzten Kornrade und hast Martin Kreutz' Vortrag gelauscht? Die Zauberworte lauten
-Fokuslock (Vorauswahl der Schärfeneben, um beim Objektivwechsel vom Sucherobjektiv zur Immersion schnell zu sein) - das hat nicht jedes Mikroskop, aber vielleicht lässt sich auch ein voreinstellbarer Anschlag basteln.
-Trinotubus mit Strahlenteiler (um nicht umschalten zu müssen)
-geköhlerter Blitz (mit TTL-Steuerung) mit geköhlertem Pilotlicht (zu erreichen mit Mehrfachkollektor)
-Fußschlter zum Auslösen
-Erfahrung in der Bewegungsbeurteilung, um abschätzem zu können, wo das Objekt der Begierde ist, wenn man das Foto-Objektiv eingeschwenkt hat
und eine hohe Frustrationsgrenze bei Fehlversuchen und im Umgang mit der trotz aller Optimierungen hohen Auschussrate. ;D
LG Gerd
Moin,ich meine irgendwo mal etwas von CO2 gelesen zu haben.Gibt es als Handliche Gasflaschengröße als CO2 Düngersystem in der Aquarienabteilungen.
Viele Grüße Jörg
Hallo zusammen,
das mit dem Co2 kenne ich auch, war in einem Mikrokosmos-Artikel beschrieben.
Zitat... Gibt es als Handliche Gasflaschengröße als CO2 Düngersystem in der Aquarienabteilungen. ...
...oder aus einer Sprudekflasche (kein stilles Wasser ;D); auch das war in dem Artikel beschrieben, die für unsereiner erforderlichen Mengen lassen sich daraus problemlos gewinnen.
Gruß !
JB
aber wie bringt man das CO2 ins plankton ?
....doch nicht etwa per soda-stream bzw. sodaclub ?
aktualisierung:
jürgen:
ich meinte unterm mikroskop, nicht im marmeladenglas gleich alle lämen ;)
Hallo Günther,
ganz einfach: Mit einem Schlauch ! Man kann das natürlich auf unterschiedliche Weise ausgestalten. Z.B. kann man professionell sozusagen eine Laborflasche mit Deckel und Schlauchtülle verwenden; in diese füllt man frisches Sprudelwasser ein und schließt einen Schlauch an, dessen anderes Ende in das Wasser mit dem Plankton geführt wird. Der Gasdruck im Sprudelwasser reicht für die erforderliche Menge an CO2 aus. Man kann sich auch selbst irgendetwas ähnliches mit der Sprudelflasche bauen.
Gruß !
JB
hallo tümpler,
hat jemand 1-5gr. quittenschleim oder 1-5gr. klare gelatine (beides event. in pulverform) übrig?
möchte auch mal gelatine versuchen.
gestern agar-agar versucht ... bleibt "steinig" und nach mässigem erhitzen zwar aufgelöst,
waren aber alle tiere tot (auch aufgelöst).
zahl´s gerne.
günther
Hallo Günther, Gelatine bringe ich am Sa zum Treffen mit. Wie wär's mit Haargel oder Immersionsöl?
vG Peter
hallo peter:
haargel oder immersionsöl dürften den sicheren tod der tiere bedeuten :-((
mal ganz abgesehen von den (plankton-) wasser-mischbarkeit.
grüsse aus weingarten (arbeit) und von mir,
günther
Hallo Günther
Betäuben mit Pantocain oder Tetracain?
Dann Blitzen mit gedrosselter Leistung -> kürzere Abbrennzeit.
Kurt
Hallo Günther,
für Quittenschleim ist es noch ein wenig früh,sobald die Quitten reif sind kann ich Dich mit Kernen beliefern.
Gruß
Klaus
Halo ,
Glycerrin Lösung und envtuell runterkühlen.
Grüße Brauer
Hallo Tierfotografen,
hier möchte ich auch einmal kurz, ohne besondere Kenntnisse im bereich der Mikroskopie, etwas beitragen:
Wenn die meissten Kameras nur eine Verschlusszeit von 1/250 s beim Blitzen erlauben, entspricht das nicht der Belichtungszeit. Diese kann, besonders wenn so ein Blitz mit nur geringer Leistung blitzt viel schneller sein (so in der Größenordnung 1/20000 s). dabei empfiehlt es sich, das Licht zum Betrachten möglichst dunkel zu belassen, damit auch die Blitzleistung niedriger gewählt werden kann.
Ein Testfoto ohne Blitzauslösung sollte hier mit eingeschalteter Beleuchtung am besten vollständig Schwarz sein.
Gruß
Robin
hallo thilo (...von der würzburger kornrade),
du hast offensichtlich oft mit diesem thema "zu kämpfen".
deine fachlich sehr interessanten punkte möchte ich kurz kommentieren:
zu fehler 1+2: quetschen = nein, bremsen = ja, doch der übergang ist garnicht so leicht am tier und die
wassertiefe zu bestimmen. detritus und ggf. kleinste steinchen verhindern das oft.
zu fehler 3: in bruchteilen einer sekunde "jagen" und fokussieren? siehe hierzu oben: "1/2 sekunde im bildfeld".
zu fehler 4: okulare+bildebene... die meisten verwenden doch sicher firmengleiche okulare.
zu fehler 5: cilien sind so schnell, dass 1/500 oder sogar 1/2000 nicht reichen, um sie "einzufrieren". ich denke,
dass blitzen unbedingt (mit 1/10 000-1/50 000 sek.) besser ist. bei super-heller LED dann graufliter
an den okularen?
zu fehler 6+7: seht interessant und praktikabel.
zu fehler 8: siehe punkt 5.
zu fehler 9: vibration wird unterschätzt. ich musste meine panasonic lumix gh2 ausmustern, da ich in langen
versuchsreihen ein gewaltiges verwackeln entdeckte. sie hat auch keine spiegel-vorauslösung.
(ich konnte es einfach, bei 1/500 mit der toupcam-okularkamera, nicht glauben)
danke für deine ausfühlichen tips!
hallo robin,
das vierer-verhältnis von
a) verschluss-öffnung (=belichtungszeit, z.b 1/180 sek.),
b) dem betrachtungs-licht ("pilotlicht"),
c) der blitz-zeit (1/10 000-1/50 000 sek.) inkl. deren enormen lichtmenge,
d) natürlich spielt die empfindlichkeit (ASA) auch eine grosse rolle.
die betrachtungs-helligkeit (sozusagen pilotlicht) im vergleich zur blitz-lichtmenge spielt kaum keine rolle.
ich arbeite beruflich mit blitzanlagen z.t. mit 1/180 kamera-bel.-zeit beim blitzen.
die meisten modernen digi-cam´s haben blitz-synchronisations-zeiten von 1/160-1/250 sek..
günther / güntherdorn
Hallo Günther,
jetzt muss ich auch noch meinen Senf dazugeben, da ich auch ein Freund der möglichst "natürlichen" Beobachtung bin.
Die natürlichen Bewegungsmuster von Ciliaten oder anderen Organismen ist nicht das ruhelose, schnelle hin- und herhuschen, das man von den meisten temporären Präparaten gewohnt ist. Kein Organismus könnte sich auf die Dauer eine solche Energieverschwendung leisten. Vielmehr ist die schnelle Bewegung eine Folge der Panik, in der die Tiere durch die Präparation und die sich rapide verschlechternden Lebensbedingungen im offenen Präparat sind.
Wenn man nicht darauf aus ist, die beste Auflösung und die kleinsten Einzelheiten zu sehen (oder zu fotografieren), sollte man die Organismen möglichst in ihrer natürlichen Umgebung beobachten. Dazu ist es nötig, das Präparat gegen Wasserverlust abzuschließen und erst einige Zeit nach der Erstellung (vielleicht ein Stunde) zu beobachten. Dann ist die Anfangspanik abgeklungen und man wird feststellen, dass viele Ciliaten einfach träge auf der Stelle verharren bzw. nur ab und an blitzschnell den Platz wechseln. Legt man das Präparat ins Dunkle, werden recht schnell alle Ciliaten, die mit symbiontischen Algen besetzt sind (z. B. P. bursaria od. Coleps sp.) aus Energiemangel in einen Ruhemodus schalten und man kann mit einem Rotfilter die Organismen in Ruhe beobachten. Für das Foto einfach den Rotfilter kurz entfernen.
Ein solches, gegen Wasserverlust abgeschlossenes Präparat ist sehr leicht zu erstellen:
Man verteilt etwas Vaseline auf seinem Handballen und streicht vor dem Auflegen mit allen vier Deckglasrändern über den Handballen. Dadurch entsteht ein dünner, umlaufender Vaselinerand, der das Austrocknen des Präparates verhindert. Die Schichtdicke kann durch leichtes Andrücken des Deckglases angepasst werden (das überschüssige Wasser tritt einfach aus und kann abgesaugt werden). Durch die Vaseline haftet das Deckglas gut und es gibt auch keine Probleme mit dem Immersionsöl. Das Präparat trocknet tage- / wochenlang nicht aus.
Insgesamt finde ich diese Präparationsmethode für eine "einfache" Tümplerprobe am befriedigendsten.
Viele Grüße
Michael
Hallo liebe Foristen,
ich habe mir zum Thema Demobilisierung/Verlangsamung von Ciliaten auch mal Gedanken gemacht: Einfach Melkfett oder Vaseline hauchdünn auf den Objektträger aufbringen, mit einer Präpariernadel oder Zahnstocher eine Art Labyrinthmuster in die Masse "zeichnen". Dann Probe auf die Vaseline- /Melkfettstelle tropfen und Deckgläschen auflegen und vorsichtig andrücken, überschüssiges Wasser am Rand absaugen. Der effekt ist, dass sich die Tierchen in den Labyrinthgängen der fettigen Masse verirren und teilweise auch stark verlangsamt werden. Bei mir hat das bei Paramecien funktioniert, es war sogar die Benutzung von Ölimmersionen möglich, da man die Probe ja aufgrund des Vaselinekissens auf eine optimale Schichtdicke quetschen kann. Die meisten Oranismen überleben diese Prozedur gut. Einzig der schlierige Hintergrund könnte die Ästhetik ein wenig stören. Aber man kann nicht alles haben, meistens jedenfalls.
Hallo Thilo,
die Präparate selbst halten problemlos einige Monate - wobei sich dann das Artenspektrum natürlich gehörig verschiebt. Aber selbst empfindliche Ciliaten bleiben einige Stunden intakt und können in Ruhe beobachtet werden. Je größer das Wasservolumen ist, desto länger die Lebensdauer von empfindlichen Organismen. Deshalb verwende ich möglichst große Deckgläser (und für extra lange Lebensdauer Hohlschliff-Objektträger). Außerdem sollte der natürliche Lebensraum möglichst abgebildet werden (als z.B. Algen oder Detritus mit ins Präparat eingebracht werden).
Welche Organismen in so einem Präparat wie lange leben ist schwer vorauszusagen - aber einige Stunden Beobachtungszeit hat man allemal und man erlebt die nächsten Tage immer wieder interessante Überraschungen. Zusätzlich ist es so möglich, nicht nur Momentaufnahmen von Organismen zu betrachten sondern auch Langzeitstudien (z. B. von Eiern) zu beobachten.
In wieweit ein Gasaustausch durch die Vaseline möglich ist, weiß ich nicht, jedenfalls scheint die Vaseline auch einigen Organismen zu schmecken. Gegenüber Präparaten in feuchten Kammern hat man den Vorteil, dass
- die Schichtdicke konstant bleib
- kein Immersionsöl unter das DG dringt, man also auch am Rand des Deckglases beobachten kann
- eine Aufbewahrung in normalen Präparateboxen möglich ist
- man sich wochenlang nicht um das Präparat kümmern muss
- die Schichtdicke durch Andrücken leicht optimiert werden kann
- auch während der Beobachtung (außerhalb der feuchten Kammer) keine Austrocknung zu befürchten ist
- durch das Haften des Deckglases eine Beobachtung mit Immersion auch bei größeren Schichtdicken möglich ist (z.B. Aufwuchs)
- auch größere Schichtdicken für "dickere" Organismen (z.B. Borstenwürmer) problemlos sind
Viele Grüße
Michael
hallo klein-tier-jäger-gemeinde,
ich stelle fest, dass sich hier 2 "lager" herausgebildet haben:
a) die mikroskop- und kamera-technischen lösungsversuche und
b) die klassischen verlangsamungs-versuche (betäubung, zähigkeit usw...).
ich meinte ursprünglich vorwiegend b), denn dies ermöglicht es dann allen,
bei deutlich schläfrigen tieren, gute und scharfe fotos zu machen.
... und sollte für teilehmer meiner schüler-MGB (höchstens für handy-fotos) auch finanzierbar sein.
ciao,
günther
Hat mal jemand Nicotin versucht (Tabakauszug in wasser z.B.) ? Das ist auf jeden Fall mal ein lähmendes Nervengift.
Hallo Thilo,
meine Versuche, die Bewegung bdelloider Rotatorien mit Magnesiumsalzen zu verlangsamen, schlugen eindeutig fehl! >:(
Die im Streble/Krauter S.77, 10. Auflage angedachte Erklärung der Lähmung von Parameciumcilien mit kompetitiver Hemmung durch Magnesiumionen halte ich für Spekulation. Vielmehr vermute ich Stickstoffverbindungen im Dünger als mögliche Ursache. Der Urin von Kurt Wirz soll nach eigenem Bekunden oft gute Diente zu diesem Zweck geleistet haben. Das alles habe ich irgendwo schon mal geschrieben und wollte es nur wieder ins Gedächtnis rufen.
Viele Mikrogrüße
Heinrich
Zitatwenn ein 15µ-tier 180µ in der sekunde zurücklegt, was tun?
Hallo Günther,
sorry, falls ich in der Diskussion etwas nicht oder überlesen habe. Was spricht gegen Naturharz, evtl. mit Spiritus gedünnt? Mücken, Fliegen und anderes Kleingetier hat es einst doch auch ruhig gestellt. Ich experimentiere gern damit, zumal en passant bei Waldgängen verfügbar.
Gruß - EFH
zu heinrichs idee:
bitte link hinzufügen, "wenn zur hand"!
hier ist er: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=20823.msg156175#msg156175
zu eckhards idee:
menschen überleben gewöhnlich ALOHOL,
mikro-tierchen sicher nicht, auch nicht mit harz-zusatz.
zur sternstaub-nikotin-methode:
erweiterung vom 1.11.2021: hab ich eben in einem buch über nematoden, mit rauch-aufblasen von 1932, gelesen.
hier nun nicht mehr von der seite zugeführt sondern gleich mit 20% volumen
nikotin-flüssigkeit (taback in wasser+gesiebt) zugesetzt:
RT kugeln sich erstmal ein. dann ein wechsel zum strecken und wieder zurück.
je nach konzentration leben sie aber weiter. nur einige wenige fahren das
strudelorgan aus.
A bewegen sich langsamer, aber ungestört weiter. fressen auch weiter.
kl.FL schwimmen und flitzen munter weiter,
N erstarren langsam geradlinig
PT viele drehen sich im kreis irre umher, gelegentlich autolyse.
ST partikel-bewegung in strahlen verlangsamt
(abkürzungen siehe 1.beitrag oben)
resümee:
eigentlich müsste man eine arten-liste und deren empfindlichkeit gegenüber
(hier nur nikotin!) verlangsamungs-mitteln erstellen, da sehr grosse unterschiede
je nach mittel / konzentration und tierart bestehen! .... ein lebenswerk.
güntherdorn
Hallo,
menschen überleben gewöhnlich ALOHOL,
mikro-tierchen sicher nicht, auch nicht mit harz-zusatz.
wie erreicht man im Menschen mehr als 10 % ALOHOL
Mfg
Claus
Hallo Claus
In solchen Fällen lohnt ein Versuch über die ebay Hotline.Dauert zwar ewig,habe aber gute Erfahrung gemacht.
Klaus
Hallo erstmal,
zuerst die Tierchen:
Manchmal finde ich eine aufbewahrungswürdige Probe. dann kommt zu dem Wassertropfen ein Tropfen Hoyers Gemisch un Deckel drauf. Nun hab ich feststellen können, dass manche Algenfäden stark schrumpfen, während ander völlig intakt bleiben. Ebenso mit den Ein- und Mehrzellern. Am längsten halten Strudelwürmer, Nematoden und Milben; Glockentierchen kugeln sich ein, zeigen aber noch eine Weile Lebensvorgänge.
dann der ALOHOL:
da gibt es einen, der schnipprlt tote Menschen komplett in Scheiben; der sollte das hinkriegen :-)
Grüße
Wolfgang
Hallo Wolfgang,
dann der ALOHOL:
da gibt es einen, der schnipprlt tote Menschen komplett in Scheiben; der sollte das hinkriegen :-)
Die Leute in visible human project bei University of Michigan wurden mittels Giftspritze (als Deutschland noch die Gifte lieferte) umgebracht, tiefgefroren und abgefräst, soweit ich weiss in Millimeterschichten.
Und dann fotografiert.
Lebenden Menschen wird Ethanol in einer Konzentration von 0.7 g pro Kilogramm Körpergewicht zB bei Methanolvergiftung verabreicht, dies hemmt die Alkoholdehydrogenase. Damit wird Methanol unverstoffwechselt ausgeschieden , als Methanol ist es im Gegensatz zu Formaldehyd nicht toxisch.
Die antibiotisch wirksame Dosis von ca 70 % lässt sich beim lebendem Menschen nicht herstellen
MfG
Claus
Hallo Günther,
bitte sehr! :) hier (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=20823.msg156175#msg156175) der gewünschte Link zu # 25.
Heinrich
aktualisierung bezüglich auflösen einer grossen messerspitze vom methylhydroxypropylcellulose in ca. 10mL leitungswasser.
1. gleich nach mischen
2. nach 1-2 tagen (mit gelegentl. glasstab-mischen)
3. hier ohne foto: nach spätestens 1 woche glasklar wie in der flasche mit glasstab (foto ganz oben) sichtbar.
Hallo Günther,
gut zu wissen, dass sich Tapetenleim in Wasser löst! :D Hast Du das denn auch mal zum Verlangsamen der Bewegungen von Ciliaten getestet?
Beste Grüße
Gerd
Hallo Gerd,
beim Tübinger Mikroskopie-Stammtisch hat Günther heute ausgeführt, dass die erwähnte Substanz eben n i c h t gewöhnlicher Tapetenkleister ist.
Hezrliche Grüße
Peter
Hallo Günther,
entschuldige die vorschnelle Ironie!
Hallo Peter,
wieder was gelernt:
Methylcellulose (https://de.wikipedia.org/wiki/Methylcellulose) (Grundstoff für Tapetenkleister)
Methylhydroxypropylcellulose (https://de.wikipedia.org/wiki/Hydroxypropylmethylcellulose)
Unabhängig davon würde mich nun interessieren ob das Mittelchen zum Schlüssel zu guten Ciliatenfotos taugt.
Beste Grüße
Gerd
Hallo zusammen,
mir würde da noch das Absenken der Temperatur einfallen - so auf kurz über den Gefrierpunkt. Da sollte das Getier schon deutlich träger werden. Mein Kühlschrank hat da so eine "Biofresh"-Zone mit 1 bis 2°C. Vielleicht reichen aber auch die 6 - 7 °C im normalen Kühlschrank. Das hält sich natürlich nicht sehr lange, aber für ein paar Bildchen sollte es reichen. Und das ist einfach zu bewerkstelligen.
Viele Grüße,
Kai
Hallo Kai,
je kälter es wird, desto schneller beschlägt aber auch das Deckglas. Da sollte man dann die Mund-Nasebedeckung wieder hervorholen.
Beste GRüße
Gerd
hallo gerd,
hier ein hübsches foto vom tapetenkleister "nix gut"....
selbst nach tagelangem warten.
einfach grausam, auch im HF, ganz abgesehen von den fungiziden.
ciao,
güntherdorn
Hallo Günther,
ja im Kleister ist schon genug drin, da braucht man gar keine blitzschnellen Tierchen mehr! ;)
Gruß Detlef