Liebe Leserinnen und Leser,
auf der Suche nach etwas Schneidbarem zur Pflege meiner neu entflammten Leidenschaft für botanische Schnitte bin ich unserem Buchsbaum mit neuen Augen begegnet. Ich wollte die Tipps zur Färbemethode, die ich hier neulich von Eckhard und Jörg (Fahrenheit) erhalten hatte, umsetzen.
Diesen Querschnitt durch eine Stengelspitze des Buchsbaums habe ich mit Etzold grün (danke Klaus!) gefärbt. Nun erwärme ich das Färbebad, und überführe die gefärbten Schnitte unter Auslassung der Alkoholstufen direkt in Isopropanol, das ich dann mehrfach wechsle wie empfohlen. Das Ergebnis ist frappierend, und mit diesen Bildern möchte ich mich für die Hilfe ganz herzlich bedanken:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures001/29670_17713017.jpg)
Olympus UPlanFL 10x, Canon A640
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures001/29670_58888299.jpg)
Olympus Planachromat 40x, Canon A640
Mir gefällt die feine farbliche Differenzierung der Zelltypen nun sehr gut. Nachholbedarf habe ich nun bei der Ansprache derselben.
Herzliche Grüsse,
Daniel Steiner
Hallo Daniel,
na, das sieht doch schon viel besser aus. Und der Schnitt ist Dir auch sehr gut gelungen.
Herzliche Grüsse
Eckhard
Hallo Daniel,
wirklich gelungen Dein Schnitt. Der Querschnitt erinnert an Flieder und Forsythie, die ich letztes Jahr geschnitten habe. Unglaublich die farbliche Differenzierung des Übergangs von lignifiziertem Gewebe (rot) zu Gewebe, das kurz davor steht (bläulich) und noch wachsendes Gewebe (grün).
Detlef wird sicher noch präzisieren/korrigieren.
Denen, die gerade noch warten - ich komme erst nächste Woche dazu neue Farblösungen anzusetzen. Der Eisessig ist mir ausgegangen!
Bitte um Verzeihung und Geduld!
Hallo Herr Steiner,
noch schöner wird Ihr gefärbter Schnitt zu betrachten sein, wenn das Euparal auszuhärten beginnt.
In zwei bis drei Wochen, ggf. auch früher, werden die Farben brillianter wirken und Sie erkennen vermehrt feinste Strukturen.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter Müller
Hallo,
nur kleine Korrektur: das grüne Gewebe außer(ober-)halb des blauen Kambium ist das Phloem, ist ausdifferenziert und wächst nicht mehr. Oder präziser: DAS wächst nicht mehr, aber aus dem Kambium entsteht natürlich ständig neues Phloem.
Perfekter Schnitt, wunderbar in's Bild gesetzt.
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Daniel,
auch von mir einen Glückwunsch zu dem gelungenen Schnitt und der schönen Färbung!
Da gibt es nichts mehr zu verbessern!
Da Du um Informationen zu den Gewebearten gebeten hast, habe ich mir erlaubt, Dein sehr schönes Bild um eine Beschriftung zu ergänzen und somit die Hinweise von Klaus und Detlef zu illustrieren:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures001/29718_42971410.jpg) (http://img5.imagebanana.com/)
Von innen nach außen findest Du:
MP - Markparenchym
XL - Xylem
CA - Cambium
PL - Phloem
RP - Rindenparenchym
CU - Epidermiszellen mit der Cuticula
Interessant sind auch die Leitbündel in den 'Hörnchen', sie scheinen eine Kappe aus Steinzellen zu tragen. Ich vermute, es handelt sich um Blattansätze. Hier würde sich sicher eine Detailaufnahme lohnen.
Herzliche Grüße
Jörg
p.s.:
Eine Frage meinerseits: womit hast Du geschnitten und wie dick ist der Schnitt ungefähr?
Lieber Jörg,
klitzekleine Präzisierung: CU ist die Epidermis mit Cuticula. Die C. ist ja nur eine aufgelagerte Schicht, die die äußere Zellwand der Epidermis wasserundurchlässig macht.
Herzlichen Gruß
Detlef
Lieber Detlef,
danke für Deine Korrektur, ich habe meinen Beitrag weiter oben entsprechend angepasst.
Herzliche Grüße
Jörg
Zitat von: Fahrenheit in Januar 18, 2010, 09:09:25 VORMITTAG
Eine Frage meinerseits: womit hast Du geschnitten und wie dick ist der Schnitt ungefähr?
Lieber Jörg,
geschnitten habe ich hiermit:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures001/29759_40953208.jpg)
Die effektive Schnittdicke ist nicht notwendigerweise das, was ich am Mikrotom einstelle, da gibt es noch viele Faktoren, die das Ergebnis beeinflussen. Ich schätze den Schnitt hier auf ca. 30-40 Mikrometer. Wenn ich mal Zeit habe, versuche ich ihn am Mikroskop auszumessen.
Wiederum vielen Dank an alle für die Erklärungen!
Ich hänge hier noch, wie du vorgeschlagen hast, ein paar Bilder von den Stengelkanten, diesen "Hörnchen" an. Die sind bei näherem Hinsehen wirklich interessant. Die Bilder stammen von verschiedenen Stellen des Präparats, das mehrere Schnitte enthält.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures001/29759_30955062.jpg)
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures001/29759_50800521.jpg)
Hier habe ich offenbar eine Spaltöffnung erwischt (rechter Rand). Bild gestackt.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures001/29759_4322080.jpg)
Rechts von den dickwandigen, rosa gefärbten (Sklerenchym?-)Zellen im oberen Bündel sitzt ein ziemlich grosser rhombischer Kristall. Was könnte das sein?
Herzliche Grüsse
Daniel
Lieber Daniel,
danke für Deine Infos zum Schnitt und die Bilder von den kleinen Leitbündeln.
Schönes Gerät hast Du da - ich erinnere mich nun an den Mikrotom-Thread.
Hattest Du den Buchs frei eingespannt oder umschlossen (mit Möhre, Styrodur oder Ähnlichem) und hattest Du vorher Fixiert?
Zur Abwechslung mal ein paar Antworten. ;D
Der Kristall wird vermutlich Calciumoxalat sein, welches in verschiedenen Formen im Zelllumen der Pflanzen eingelagert wird. Selbst gesehen habe ich Nadeln, Romben, unregelmäßig geformte Drusen und auch hexagonale Kristalle. Entsprechende Bilder findest Du auch hier im Forum immer wieder. Besonders schön sind Aufnahmen mit Polfiltern.
Die dickwandigen Zellen oberhalb der kleinen Leitbündel sind Sklerenchymzellen. Interessant finde ich, dass die Bündel etwas 'unordentlich' aufgebaut sind. Das Phloem scheint das kleine Xylem unregelmäßig zu umschließen und hier und da zeigt sich noch eine einzelne Sklerenchymzelle.
Herzliche Grüße
Jörg
Grüss dich Jörg,
ich habe die Triebspitze in kleine, 5-10 mm lange Stücke geschnitten und in FAE über Nacht fixiert, zum Schneiden dann in den blauen Hartschaum eingeklemmt und im Mikrotom montiert, was bei meinem Modell etwas fummelig ist. Aber damit kann ich gut leben - dafür hat es mich keinen Cent gekostet ;D
Polarisation muss ich an meinem Mikroskop improvisieren, ich habe momentan noch keine wirklich brauchbaren Filter (nur Folien; okularseitig völlig ungenügend). Die Fotos sind noch nicht herzeigbar.
Herzliche Grüsse,
Daniel
Lieber Daniel,
abermals Danke für die Infos! Ich glaube, ich werde unserem Buchs auch ein mal zu Leibe rücken.
Mit welcher Kamera photografierst Du denn? Bei manchen, zum Beispiel meiner Canon A520, ist ein Filter im Strahlengang, der jegliche Pol-Aufnahmen mit einem je nach Beleuchtungsstärke blau bis violetten Hintergrund versieht; ähnlich wie beim Einsatz eines entsprechenden Lambda-Plättchens. Andere Kameras zeigen das Problem nicht, z.B. meine 3IS vom gleichen Hersteller.
Herzliche Grüße
Jörg
Zitat von: Fahrenheit in Januar 20, 2010, 08:44:08 VORMITTAG
Mit welcher Kamera photografierst Du denn?
Hallo Jörg,
ich benutze die Canon A640. Das Problem liegt aber eindeutig an der schlechten Qualität meiner Polfilter-Folie. Allenfalls auch noch daran, dass Polarisation viel Licht schluckt und die Kamera bei knappen Lichtverhältnissen "berauschende" Ergebnisse liefert.
Bislang habe ich mich deshalb der Polarisation nur am Rande gewidmet, aber wenn die Ergebnisse besser werden, kommt wohl auch mehr Freude auf!
Herzliche Grüsse, Daniel
Lieber Daniel,
schön, dass auch die A640 keinen Filter vor dem CCD hat, der das Pol-Bild verfälscht.
Wenn die Qualität der Pol-Folie soweit ok ist, kann es auch helfen, diese zwischen zwei Glasplatten zu fixieren (je nach Platzangebot am Mikroskop).
Hast Du eigentlich schon mal über Stacking nachgedacht? Die A640 lässt sich zum Beispiel über PSRemote fernsteuern (http://www.breezesys.com/PSRemote/features.htm#ps). Zum Stacken selbst gibt es in der Linksektion einige Programme. Meine Aufnamen rechne ich mit dem Zerene Stakcer zusammen.
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo Jörg,
wenn nun jemand moniert, wir gerieten allmählich etwas weit vom Buchs weg und damit OT, können wir uns ja per PN weiter unterhalten...
Seis drum: Danke für den Tipp mit den Glasplättchen. Ich müsste nur zwei mit korrektem Durchmesser finden, die ins Stativ unter den Trinokularansatz passen. Besser und einfacher ist es sicher, gleich ein Glas-Polfilter zu nehmen, wenn auch vermutlich teurer.
Stacking wende ich oft an, und zwar CombineZ.- Die Kamera steuere ich mit dem Canon-eigenen Programm fern. PSRemote hab ich mal probiert, aber aus welchen Gründen auch immer bin ich doch bei Canon geblieben. Leider gibt es auch da nur ein recht kleines und etwas verzögertes Lifebildchen, aber für ruhende Objekte geht es. Vollends zur Lotterie wirds nur bei flinken Lebewesen - die Auslöseverzögerung beträgt gegen 2 sec. Zudem lässt sich der Autofokus remote nicht deaktivieren.
Ewig wird sich diese Konfiguration nicht halten, ich überlege mir schon eine bessere Lösung. Aber das sind nun definitiv OT-Sorgen.
Herzliche Grüsse, Daniel.