Liebe Forumsmitglieder,
die Butterblume, Hahnenfuß (Ranunculus) ist ein Klassiker, wenn es um die Darstellung des offenen kollateralen Leitbündels geht.
Mit Acridinrot, Acriflavin und Alcianblau gefärbt wird das Leitbündel schön ausdifferenziert, und wenn man dann noch die Gelegenheit bekommt den eigenen Schnitt unter Fluoreszenz zu betrachten, ist das natürlich ein Angebot, das man nicht ablehnen kann.
Dieses Angebot machte mir Horst Wörmann, meinen Schnitt mit seiner selbst gebauten Fluoreszenz-Einrichtung zu fotografieren. Hierzu nur kurz bemerkt, dieser professionell ausgeführte Eigenbau ist wahrlich nicht trivial, allein die feinmechanische präzise Umsetzung der Justiervorrichtung für die LED's ließ ganz schnell weitergehende Gedanken an die Ausrüstung eines eigenen Stativs entschwinden.
Zurück zum Schnitt. Ein Ranunculus Blütenstängel wurde mit dem Rasierklingenmikrotom geschnitten, die Schnitte in 70% Ethanol fixiert, gefärbt mit der Wacker-Simultanfärbung W3AsimII und nach Entwässerung in Isopropylalkohol in Euparal eingeschlossen. Das Präparat ist gerade einmal 7 Tage alt. Die Simultanfärbung habe ich hier beschrieben: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=9298.0
Zu den Aufnahmen: Die Fluoreszenz-Aufnahme (470 nm) machte Horst Wörmann mit einer Axiocam, anschließend wurde mit AxioVision der Maßstabsbalken eingefügt und für das zweite Bild eine Hellfeldaufnahme überlagert.
Die dritte (Hellfeld-)aufnahme zeigt ein Leitbündel, im Schnitt an einer anderen Stelle und ist mit meiner Ausrüstung aufgenommen worden. Kamera Nikon D5000, Beschriftung der Leitbündelmerkmale mittels Photoshop-Elements, Maßstabsbalken mit AxioVisionLE.
Bis auf die benannte Beschriftung, Bemaßung, Bildüberlagerung und Bildverkleinerungen auf 800 Pixelbreite wurde auf jegliche weitere Bildbearbeitung verzichtet.
Nun zu den Bildern.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/67888_21355539.jpg)
Fluoreszenzaufnahme, 470 nm
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/67888_3161885.jpg)
Damit die Lage des angefärbten und fluoreszierenden Gewebes besser zu erkennen ist, haben wir hier zu meiner Orientierung mittels AxioVision eine Hellfeldaufnahme zur Fluoreszenzaufnahme (30:70) überlagert.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/67888_62528445.jpg)
Hellfeldaufnahme (Halogenlicht) mit Beschriftung aller wesentlichen Schnittmerkmale.
Von hier aus nochmals vielen Dank an Horst Wörmann, der mir hiermit einen ganzen neuen Blick in mein Ranunculus-Präparat ermöglichte.
Rolf-Dieter Müller
Edit: Parenchymgewebe neu bezeichnet. Hinweise von Jörg (Fahrenheit).
Finale Fassung der Beschriftung am 14.07.2011 eingestellt.
Lieber Rolf-Dieter, lieber Herr Wörmann,
da sind aber schöne Bilder auf der gemeinsamen Fluoreszenz-Session entstanden! Die Idee mit der Überlagerung der Bilder finde ich klasse.
Mit der Beschriftung bin ich aber nicht so ganz einverstanden (und Detlef mag mich korrigieren, wenn ich falsch liege). Das Assimilationsparenchym würde ich als Rindenparenchym bezeichnen, das durchaus auch Zellen mit Chloroplasten enthalten kann (der Stängel ist ja schließlich grün ...).
Das Rindenparenchym würde ich als Sklerenchymring ansprechen (ich habe mir noch mal Dein Übersichtsbild auf unserer Webseite (http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanische_mikrotechnik/index.html#a754) - Beispielbilder für im Uhrglas gefärbte Schnitte - angesehen). Die Zellen sind zwar schwach, aber doch rot gefärbt (= lignifiziert) und reichen von Leitbündel zu Leitbündel. Und in der Fluoreszenz sieht man es ja sogar noch besser. ;)
Wenn es sich nicht um einen Sklerenchymring handeln sollte, so wären die Zellen m.E. dem Mark zuzurechnen.
Euch beiden herzliche Grüße
Jörg
Lieber Jörg,
vielen Dank für Deine Hinweise. Das ich mit meiner Beschriftung 100 Punkte erreiche, damit habe ich auch nicht gerechnet.
Aufgrund Deiner Hinweise und der mir gerade vorliegenden Literatur werde ich mich eher nach dem Wanner richten.
Also, auf die Beschriftung Assimilationsparenchym verzichte ich, das ist analog zum Wanner bei meinem Schnitt nicht deutlich von dem Rindenparenchym unterscheidbar, dafür bezeichne ich diese Zellen als Rindenparenchym. Mit der Beschriftung "Markparenchym" weise ich auf die ganz linken im Querschnitt großvolumigen Zellen hin. Im Anschluss daran ist die Markhöhle, da aber nur andeutungsweise erkennbar verzichte ich auf einen Hinweis. Die Zellen zwischen den Leitbündeln, bei meinem Schnitt sind das die über und unter dem Leitbündel befindlichen Zellen und wie Du angemerkt hast lignifiziert sind, bezeichne ich als Markstrahlparenchym.
Die Idee mit der Überlagerung von Hellfeld- zur Fluoreszenzaufnahme kommt von Herrn Wörmann, der diese Technik bei der Darstellung von Verpilzungen in Gewebe einsetzt. So erfasst man mit einem Blick was man mit der Fluoreszenzmikroskopie erreicht.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Hallo Rolf-Dieter,
schöne Gemeinschaftsarbeit in die sich Jörg nun auch noch kompetent reingeschlichen hat ;)
ZitatDie Idee mit der Überlagerung der Bilder finde ich klasse.
Die Idee ist wirklich gut, aber es geht auch einfacher: man dosiert ein wenig Durchlicht dazu, man kann zur Kontraststeigerung auch beliebig filtern oder zusätzlich PH-kontrastieren.
Lieber Rolf-Dieter,
verzeih', wenn ich nochmals Einspruch erhebe.
Die Zellen der Markstrahlen oder des Markstrahlparenchyms sind m.E. immer lebendige, unverholzte Zellen (die klassischen Markstrahlen verlaufen ja im Xylem und heben sich von diesem ab ...). Sie verbinden das Mark mit den äußeren Zellschichten und sorgen für den Transport von Wasser und Nährstoffen in der Schnittebene des Querschnitts, während die Leitbündel den Transport in Längstrichtung erledigen.
Auch hier bitte ich um Korrektur, falls ich falsch liegen sollte.
Wenn ich unsicher bin, greife ich auch zuerst zum Wanner, der die Standards sehr schön nachvollziehbar darstellt, da mikroskopische Fotografieren, Zeichnungen und Kryobrüche so sinnvoll kombiniert sind, dass in der Regel keine Fragen mehr offen bleiben.
Lieber Klaus,
vermute ich richtig: Dein Tipp setzt Auflichtfluoreszenz voraus? Wobei ich den Umbau von Herrn Wörmann nicht kenne und nicht sagen kann, ob da Auf- oder Durchlichtfluorszenz im Einsatz war.
Allen herzliche Grüße
Jörg
Lieber Jörg, lieber Rolf-Dieter,
die Rolle als Oberschiedsrichter gefällt mir gar nicht. Dennoch hier meine Meinung/Interpretation:
Das ist jetzt das zweite Mal in dieser Woche, dass ich mit der Anatomie des Ranunculus-Stängels konfrontiert werde. Es ist offenbar so, dass die einzelnen offen-kollateralen Leitbündel bis zur Blütenreife einzeln in den Stängeln liegen und dazwischen kein sekundäres Dickenwachstum stattfindet. Demnach sollte es korrekt sein, das Gewebe zwischen den Leitbündeln als Markstrahlen zu bezeichnen. Ich denke, die dürfen dabei auch ein wenig verholzt sein. Vergesst nicht, so absolut ist in der Botanik nichts! Ob diese Zellen noch Plasma enthielten, ist ja nach der Vorbehandlung nicht mehr zu erkennen.
So weit mein "salomonisches" Urteil. Das Thema reizt mich allerdings. Mal sehen, ob ich da noch nachhaken kann.
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Jörg,
Zitatvermute ich richtig: Dein Tipp setzt Auflichtfluoreszenz voraus?
ja natürlich! Oder wenn es DL-Fluo ist müsste man ein wenig von oben leuchten! ;)
Aber beides von der selben Seite geht schlecht - außer mit einem rotierenden Stroboskopspiegel ;D
Zitat von: Fahrenheit in Juli 03, 2011, 22:40:30 NACHMITTAGS
...
verzeih', wenn ich nochmals Einspruch erhebe.
Die Zellen der Markstrahlen oder des Markstrahlparenchyms sind m.E. immer lebendige, unverholzte Zellen (die klassischen Markstrahlen verlaufen ja im Xylem und heben sich von diesem ab ...). Sie verbinden das Mark mit den äußeren Zellschichten und sorgen für den Transport von Wasser und Nährstoffen in der Schnittebene des Querschnitts, während die Leitbündel den Transport in Längstrichtung erledigen.
Auch hier bitte ich um Korrektur, falls ich falsch liegen sollte.
...
Lieber Jörg,
kein Problem, denn so langsam nähern wir uns einer korrekten Decodierung eines Schnittes.
Ich werde aber vorerst die Benennung als Markparenchym stehen lassen, denn im Wanner steht wörtlich " ... Das Gewebe zwischen den Leitbündeln wird als Markstrahlparenchym bezeichnet."
Morgen Abend schaue ich mal in alternativen Lehrbüchern nach, mal sehen wie es dort beschreiben ist.
@Klaus, vielen Dank für Deine Hinweise, ich werde sie weitergeben. Sie sind wirklich ein Versuch wert und bestimmt bei diesem gefärbten Schnitt erfolgversprechend.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Nachtrag da zwischenzeitlich zwei Beiträge eingegangen sind.
@Detlef, das ist meine erste Diskussion in Pflanzenanatomie, bin einfach mit einem ersten Versuch ins Wasser gesprungen und erfahre gleich, wie spannend das ist. Vielen Dank für Deine Anmerkung.
@Klaus und Jörg, es ist Auflichtfluoreszenz.
Hallo Rolf-Dieter, Jörg.
falls dies aus meiner Antwort nicht hervor gegangen ist:
Zitat" ... Das Gewebe zwischen den Leitbündeln wird als Markstrahlparenchym bezeichnet."
: absolut kein Widerspruch. Der Begiff Parenchym ist so schwammig, wie in seiner eigentlichen Bedeutung ;D.
Herzliche Grüße Detlef
Liebe Freunde,
ich glaube, einen Oberschiedsrichter brauchen wir nicht, aber Mitdiskutanten mit einschlägiger Vorbildung sind mehr als willkommen. ;D
Von daher vielen Dank, lieber Detlef, dass Du uns bei dieser interessanten Diskussion Gesellschaft leistest.
Der Scharfe Hahnenfuß (Ranunculus acris) ist ja mit 30 bis 110 cm Wuchshöhe eine recht stattliche Pflanze - zeigt allerdings auch eine recht große Varianz, wie man schön in der Bildersammlung bei Wikimedia commons (http://commons.wikimedia.org/wiki/Ranunculus_acris?uselang=de) sehen kann.
Von daher meine Vermutung, dass die leicht verholzten Zellen direkt unterhalb des Rindenparenchyms eher eine Stützfunktion haben und bei alten und hoch gewachsenen Sprossen auch entsprechend stärker ausgeprägt sind.
Die tiefer liegenden Zellen zwischen den Leitbündeln (die ja nicht lignifiziert zu sein scheinen, z.B. die beiden Zellen, in denen im beschrifteten Bild das Wort Markparenchym steht) sehe ich auch als Markstrahlparenchym.
Aber dazu müssten wir uns eben einen solchen alten Spross anschauen. Hat jemand ein solches Präparat im Zugriff oder vielleicht eine richtig große "Butterblume" im Garten? Über entsprechendes Material würde ich mich freuen - die Präparation übernehme ich gerne.
Ansonsten Schwamm drüber ... ;D
Herzliche Grüße
Jörg
Hallo,
ich möchte nur zeigen, dass auch ich es nicht besser kann. Dieser Hahnenfuß hat es offenbar nicht nötig, sein interfaszikuläres Kambium zu aktivieren - das war also schon ein ordentlicher Stamm, an der Basis geschnitten bei ca. 5 mm Durchmesser. Immerhin kann man hier gut das Kambium erkennen. Ein riesengroßer didaktischer Vorteil des Hahnenfuß: das Phloem könnte kaum klarer gegliedert sein. Man kann Siebröhren und Geleitzellen optimal unterscheiden.
Ich selbst habe, aus rein praktischen Gründen (Gewächshaus) immer Vicia faba, die Saubohne, in meinen Praktika verwendet. Da ist nicht alles so klar, aber es gibt dort ein schönes interfaszikuläres Kambium.
Hier also mein Hahnenfuß von heute Mittag (Etzold grün), aufgenommen mit einem Planapo 25 x und meiner Canon A 590:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/67988_47401032.jpg)
Herzliche grüße
Detlef
Lieber Detlef,
ganz herzlichen Dank für Deinen Superschnitt mit der bilderbuchmässigen Färbung. Sie zeigt mal wieder die Leistungsfähigkeit der Alcianfarben, nichts überfärbt und schön ausdifferenziert. (Ein Hinweis für Mitleser, Etzold grün ist ein Simultanfarbgemisch und enthält die Farben Fuchsin, Chrysoidin, Alcianblau und Alciangelb).
Jetzt sehe ich in Deinem Schnitt aber auch weitere Fragen, die ich aber erst einmal zurückstellen will, da ich mit Jörg noch etwas zu klären habe.
Zitat von: Fahrenheit in Juli 04, 2011, 10:04:08 VORMITTAG
...
Ansonsten Schwamm drüber ... ;D
...
Also, für mich noch lange nicht.
@Jörg, gestern hast Du mich das Assimilationsparenchym streichen lassen und dafür Rindenparenchym vorgeschlagen. Jetzt schreibt aber Wanner, das Rindenparenchym chloroplastenfrei ist.
Die bewußten äußeren Zellen enthielten tatsächlich Chloroplasten, die durch die Ethanolfixierung aufgelöst wurden. Deshalb lag ich mit Assimilationsparenchym vielleicht gar nicht so schlecht. Übrigens hatte ich den Stängel relativ weit oben entnommen, das heißt er war noch recht jung.
Da jetzt im Schnitt Chloroplasten nicht eindeutig zu identifizieren sind, würde ich folgenden Kompromiss vorschlagen (nach Wanner): Das chloroplasthaltige Assimilationsparenchym und chloroplastenfreie Rindenparenchym bezeichnen wir einfach mit dem übergeordneten und zusammenfassenden Begriff "Rinde".
Was meinst Du?
Eine Änderung der Beschriftung werde ich aber erst nach Abschluss dieser Diskussion vornehmen, zumal sich eventuell noch weitere Erkenntnisse aus Detlef Leitbündel-Darstellung ergeben.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Liebe Freunde,
ich liebe diese Diskussionen! Und ich sage es gleich: ich muss ein gutes Stück zurück rudern :)
Zunächst einmal vielen Dank an Detlef für die prompte Lieferung eines dickeren und somit sicher auch älteren Sprossquerschnitts vom - wie ich vermute - Scharfen Hahnenfuß.
Schnitt und Färbung gefallen mir sehr gut.
Detlef, Du hattest für ein einfaches chloroplastenhaltiges Gewebe im Spross einmal den Begriff Chlorenchym vorgeschlagen - so finde ich es auch im Eschrich (Funktionelle Pflanzenanatomie, 1.Auflage 1995, z.B. Abb 10.9 auf S. 319, Gnetum gnemon). Die unterschiedlichen äußeren Gewebearten werden dort als zusammenfassend als Cortexgewebe (Cortex = Rinde) angesprochen.
Das Kompaktlexikon der Biologie (Spektrum Akademischer Verlag) schreibt:
ZitatRindenparenchym, pflanzliches Grundgewebe der primären Rinde, das zum einen als Assimilationsgewebe dient, zum anderen als Festigungsgewebe, das den Sprossen Stand- und Biegefestigkeit verleiht.
Assimilationsparenchym und Chlorenchym wird meist synonym verwendet. Das Palisadenparenchym ist eine Sonderform.
Im Wanner findet sich nun auf Seite 166 ff. (1. Auflage 2004) ein Beispiel der Sprossachse von Ranunculus repens, dem kriechenden Hahnenfuß. Die Abbildung 13.2.2 auf Seite 167 zeigt eine Mikrofotografie und 13.2.3 direkt daneben eine beschriftete Zeichnung des Sprossquerschnitts.
Dort gibt es für uns interessantes zu sehen: zum einen ist der chloroplastenhaltige äußere Teil des Rindenparenchyms tatsächlich als Assimilationsparenchym gekennzeichnet. Dahinter folgt zum anderen das Rindenparenchym - durch eine gestrichelte Linie getrennt, was ich mal als fließenden Übergang deute. Irgendwann kommt halt zu wenig Licht an, als dass sich die Anlage von Chloroplasten noch lohnen würde ...
Weiter reicht meine Sammlung für heute nicht. ;)
Schade, dass die Schnitte alle so schön geputzt sind - die Chloroplasten sind raus. Ich würde bei der geringen Dicke des Rindenparenchyms aber vermuten, dass es in all' seinen Zellen Chloroplasten gegeben hat. Somit kann man - auf Basis der obigen Zitate - beim Hahnenfuß die Bezeichnungen Rindenparenchym, Assimilationsparenchym und Chlorenchym gleichwertig verwenden.
Persönlich bevorzuge ich wegen der Lage direkt unter der Epidermis "Rindenparenchym" aber der von Dir, lieber Rolf-Dieter, verwendete Begriff Assimilationsparenchym war nicht falsch.
Das Markstrahlparenchym ist leider in der Zeichnung 13.2.3 im Wanner nicht benannt, aber auf der Seite 166 im zweiten Absatz unter "Beobachtungen" ist der Begriff so erklärt, wie hier von Detlef bereits beschrieben.
Der Kriechende Hahnenfuß zeigt in Abb. 13.2.2 keine grundsätzlichen Abweichungen zu Rolf-Dieters Scharfem Hahnenfuß, nur der Ring der leicht verholzten Zellen auf Höhe der Leitbündel fehlt und diese liegen insgesamt weiter innen.
Auch wenn Detlefs älterer Querschnitt keinen "richtigen" Sklerenchymring zeigt, denke ich doch, dass er kleine Unterschied dafür sorgt, dass die Sprosse des Scharfen Hahnenfusses eine Höhe von über einem Meter erreichen können, was der kriechende Hahnenfuß (max. 50 cm) nicht schafft.
Bei beiden Schnitten sprechen wir das Gewebe zwischen den Leitbündeln als Markstrahlparenchym an. Aber wie bezeichnen wir nun das eindeutig andersartige Gewebe beim Scharfen Hahnenfuß, das oberhalb des Markstrahlparenchyms ringförmig die sklerenchymatischen Leitbündelscheiden verbindet?
Herzliche Grüße
Jörg
Liebe Mikrogemeinde,
aufgrund der vorhergehenden Diskussion habe ich einen neuen Blütenstängel geschnitten, der etwas mehr vom Grundgewebe zeigt.
Der Schnitt wurde etwas vorsichtiger mit AFE(50) fixiert, das heißt AFE enthält statt 70% Ethanol hier 50% Ethanol. Färbung mit W3AsimII, Einschluss in Euparal.
Overlay und Beschriftung mittels Photoshop Elements.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/68478_48444325.jpg)
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter Müller
Edit: Maßstabsbalken korrigiert.
Lieber Rolf-Dieter
Einfach toll und sehr gute Qualitaet. Bei der Art die beiden Bilder zu mischen sehe ich aber Verbesserungspotential, Ihr gabt das Leuchten der orangen Farbe auf dem Gewissen (durch die Ueberlagerung). In solchen Faellen kommt man ueber die Anfertigung von Masken nicht herum ... Photoshop laesst gruessen :-))
Wenn Ihr das auch noch hinbekommt, dann ist das zweite Bild Extraklasse ...
:-)
Gerhard
Zitat von: Rawfoto in Juli 13, 2011, 07:17:41 VORMITTAG
...
Ihr gabt das Leuchten der orangen Farbe auf dem Gewissen (durch die Ueberlagerung). In solchen Faellen kommt man ueber die Anfertigung von Masken nicht herum ... Photoshop laesst gruessen :-))
...
Lieber Gerhard,
das ist schon richtig, aber das zweite Bild ist nur eine zusätzliche Erklärung um die Fluoreszenz anhand einer Gesamtübersicht des Schnittes zu zeigen. Und dabei kommt es mir mehr auf eine zurückhaltende Darstellung an.
Du hast natürlich recht, Photoshop als Zeichnungshilfe ist schon sehr mächtig wie ich es bei der beschrifteten Übersicht des Blütenstängelausschnitts zeigen konnte.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Rolf-Dieter,
Sehr schone scharfe aufnahmen mit schone scharf begrenzte Färbungen, toll!
Grüße Ronald
Liebe Mikrogemeinde,
letzten Sonntag bekam ich noch einen Termin für weitere Fluoreszenzaufnahmen. Diesmal haben wir ungefärbte Ranunculus Blütenstängelquerschnitte mikroskopiert um besonders Chlorophyll darstellen zu können. In nachstehendem Tableau habe ist das Ergebnis zusammengefasst.
Die linke Spalte zeigt den Schnitt vom Scharfen Hahnenfuß (Ranunculus acris), 3 Tage altes Dauerpräparat, Einschluss in Phytohistol.
Die rechte Spalte zeigt den Schnitt vom Kriechenden Hahnenfuß (Ranunculus repens), frisch geschnitten, Wasserpräparat.
Beide Schnitte wurden nicht fixiert und nicht gefärbt.
Von oben nach unten: Hellfeld, Auflichtfluoreszenz 470 nm, Auflichtfluoreszenz 365 nm.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/68777_10570823.jpg)
Alle Aufnahmen: Horst Wörmann, Axiocam (Chip gekühlt)
Für weitere Anmerkungen zur Autofluoreszenz möchte ich auf den Forumsbeitrag von Horst Wörmann verweisen: http://www.mikroskopie.de/mikforum/read.php?1,35826,35879#msg-35879
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter Müller
Lieber Rolf-Dieter,
einfach super! Sowohl die Blau- als auch die UV-Anregung, sie ergänzen sich schön!
Nun noch meine Frage könnt ihr nicht noch eine höhere Vergrößerung für die Chloroplasten bringen? Mit dem 40er Neofluar sollte es noch mehr Details geben.
Schön auch die Gegenüberstellung zur reinen HF-Aufnahme!
Hallo Klaus,
"Nun noch meine Frage könnt ihr nicht noch eine höhere Vergrößerung für die Chloroplasten bringen? Mit dem 40er Neofluar sollte es noch mehr Details geben."
-> Kommt noch, sobald ich meine Steuererklärung fertig habe.
Viele Grüße,
Horst Wörmann
Hallo Horst,
ZitatKommt noch, sobald ich meine Steuererklärung fertig habe.
Das sollte ja schnell gehen, die macht man doch jetzt auf dem Bierdeckel! ;)
Kannst Du das Objektiv von der Steuer absetzen? ;D
ZitatKannst Du das Objektiv von der Steuer absetzen?
Objektiv wohl nein, aber subjektiv würd ich das schon gerne wollen, ich brauch noch ein schönes 63er Öl. (https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/68834_24163782.jpg)
Vielleicht kannst Du mir helfen, hast Du einen Rat, wie ich das steuern kann? ;-)
Liebe Grüße
Jürgen
Zitat von: Ronald Schulte in Juli 14, 2011, 09:56:27 VORMITTAG
...
Sehr schone scharfe aufnahmen mit schone scharf begrenzte Färbungen, toll!
...
@Ronald, vielen Dank für Deine Kommentierung. Ja, ich lege meine Färbungen gezielt auf eine eindeutige Differenzierung an, in dem ich nach dem Färben den Farbüberschuss mehr als üblich auswasche und beim Entwässern den Isopropylalkohol bis zu 5x erneuere.
Zitat von: Klaus Herrmann in Juli 15, 2011, 09:23:29 VORMITTAG
... Nun noch meine Frage könnt ihr nicht noch eine höhere Vergrößerung für die Chloroplasten bringen? ...
@Klaus, durch übertriebene "Landschaftspflege" geht zwar der Hahnenfuß an meinen Fundstellen zur Zeit etwas zurück, aber ich denke da läßt sich bestimmt noch was machen.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Lieber Rolf-Dieter,
jetzt muss ich mich doch auch noch melden. Den Anfang des Beitrages hatte ich aufgrund meiner Lavendelreise verpasst (acht Tage kein www hat aber auch was...).
Die Fotos und die Erklärungen dazu sind einfach toll, vielen Dank an alle Beteiligten. Ich freue mich über die Bilder und die "botanischen" Diskussionen.
Ich habe einen (pflanzlichen) Hahnenfuß im Teich, falls ich also noch Material beisteuern soll: bitte melden.
Herzliche Grüße
Mila
Zitat von: Mila in Juli 16, 2011, 09:12:22 VORMITTAG
...
Ich freue mich über die Bilder und die "botanischen" Diskussionen.
Ich habe einen (pflanzlichen) Hahnenfuß im Teich, falls ich also noch Material beisteuern soll: bitte melden.
...
Liebe Mila,
vielen Dank und ich freue mich sehr, das Du wohlbehalten zurück gekommen bist. Auf Deine Erzählungen bin ich schon gespannt.
Ja, mit den "botanischen" Diskussionen ist das schon so eine Sache. Du warst nicht da, und so ist es doch tatsächlich jemand gelungen, mich hinsichtlich der Interpretation des Grundgewebes, insbesondere bei der Lokalisierung des Assimilationsparenchyms, zu irritieren. Aber das kann mir ja jetzt nicht mehr passieren.
Schönen Dank für Dein Angebot, aber ich brauchte zu gestern neues Material und bin auch in meinem Umfeld fündig geworden.
Die Ergebnisse sind wieder einmal beeindruckend, wenn ich sie aufgearbeitet habe erfolgt hier eine Ergänzung.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Lieber Rolf-Dieter, liebe Pflanzenschnibbler,
schade, dass ich aufgrund einer Erholungspause ;D erst so spät antworten kann - ich erlaube mir daher, das Overlay-Bild noch mal zu wiederholen.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/69176_23267863.jpg) (http://www.fotos-hochladen.net)
Mal wieder bin ich nicht ganz einverstanden und möchte daher meine Sicht zur Diskussion stellen:
- Die tollen Fluoreszenzaufnahmen zeigen m.E. schön, dass das gesamte Rindenparenchym als Assimilationsparenchym ausgebildet ist.
Die Beschriftung im oben stehenden Bild könnte also lauten: Rindenparenchym als Assimilationsparenchym
- gemäß der Beschreibung im Wanner zu Ranunculus repens (1. Auflage, Seite 166 ff.) würde ich den gesamten Bereich zwischen den Leitbündeln
als Markstrahlparenchym ansprechen.
Leider kann man auf dem Overlay nicht erkennen, in wie weit sich die Zellen, die Du - lieber Rolf-Dieter - als Markstrahlparenchym bezeichnet hast, vom umgebenden Gewebe unterscheiden.
Auf Basis Deiner ersten Aufnahmen gehe ich davon aus, dass sie leicht sklerenchymatisch verstärkte Zellwände aufweisen und damit innerhalb des Markstrahlparenchyms einen schon früher diskutierten Stützring zur Stabilisierung der Sprossachse bilden.
Vielleicht kannst Du uns hier nochmal das Originalbild zeigen. Eventuell lässt sich zwischen dem Markstrahlparenchym und dem Rindenparenchym noch eine Schicht von Zellen ausmachen, die eine größere Menge Amyloplasten enthalten. Das wäre dann die Stärkescheide.
In der Hoffnung auf eine rege Diskussion und mit herzlichen Grüßen
Jörg
Liebe Mikrogemeinde,
letzten Samstag hatte ich zum letzten Mal Gelegenheit Fluoreszenzaufnahmen vom Scharfen Hahnenfuß zu bekommen. Ein Blütenstängel frisch gesammelt und für die Aufnahmen mit dem Rasierklingenmikrotom geschnitten, mit dem man schnell und unproblematisch Querschnitte in der geforderten und gleichbleibenden Qualität erhält. Schnittdicke ca. 30 µm.
Für die Darstellung der Primärfluoreszenz wurde ein Schnitt unter Deckglas in Wasser mikroskopiert.
Zuerst eine Übersicht des Blütenstängels, links Hellfeld und rechts Fluoreszenz (470 nm):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/69236_28418951.jpg)
Die nachfolgende Aufnahme zeigt vergrößernd von rechts nach links die Kutikula, eine Spaltöffnung und in Bildmitte das Assimilationsparenchym. Links Hellfeld und rechts Fluoreszenz (470 nm):
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/69236_24326319.jpg)
Alle Aufnahmen: Horst Wörmann.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter Müller
Interessante overlay Bilder!
Wenn man für seine Arbeit Gewebeschnitte quantifizieren möchte ist sowas recht hilfreich, da man mit entsprechender Software die Fläche gleicher Farbe zählen kann.
Sowas ist dann viel genauer als wenn ich die Sachen mit Gitterpunkten durchzählen.
Eine Fragestellung wäre z. B. "Hat Pflanze / Tier nach Behandlung XY mehr / weniger / gleichviel Gewebe XY? Sind die Zellen vergrößert / verkleinert?
Zitat
Leider kann man auf dem Overlay nicht erkennen, in wie weit sich die Zellen, die Du - lieber Rolf-Dieter - als Markstrahlparenchym bezeichnet hast, vom umgebenden Gewebe unterscheiden.
Tja Individual User Interpretation. Macht es schwer absolute Daten zu bekommen. Deshalb lassen wir einen Parameter aller Versuchstiere einer Studie auch immer von der gleichen Person auswerten.
Gibt da so tolle Paper wo die gleiche Sache Testweise von 10 Laboren ausgewertet wurde und 10 mal komplett (!) andere Werte rauskamen.
Wunderschön Leute,
da geht einem doch das Herz auf, wenn man im 4 Bild die feine Cutikula scharf grün leuchten sieht!
Und interessant ist, dass die nach innen beim Stoma weiter geführt wir. Das könnte man ohne Fluoreszenz kaum sehen!
Danke fürs Zeigen!
Hallo,
mir war es zunächst entgangen, aber Klaus ist es aufgefallen:
ZitatUnd interessant ist, dass die nach innen beim Stoma weiter geführt wir.
. So deutlich habe ich das in der Tat noch nie gesehen. Aus physiologiescher Sicht ist diese innere Cuticula nötig, um die Autonomie des Spaltöffnungsapparates zu gewährleisten, der ja völlig unabhängig und ohne jegliche symplastische Verbindungen zu den benachbarten Zellen mittels eines eigenen Fotosyntheseapparates und entsprechendem Regelwerk den Gasaustausch kontrolliert. Aber, woher bekommen die Schließzellen dann die Informationen über die relative Luftfeuchtigkeit (Wasserdampfpartialdruck) her? ??? ???
Muss ich drüber grübeln. Jedenfalls ein wunderbares Ergebnis mit Tiefgang!
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Detlef, lieber Klaus,
vielen Dank für die Anmerkungen zu den Fluoreszenzaufnahmen.
Heute möchte ich diese noch mit eigenen Bildern ergänzen. Mangels eigener Fluoreszenz-Ausstattung habe ich versucht, die Merkmale in etwa mit den mir zur Verfügung stehenden Mitteln nachzuvollziehen.
Hierfür habe ich die im linken Bild gezeigten Schnitte mit Lugolscher Lösung gefärbt, das Ergebnis ist zum Vergleich in den beiden rechten Bildern zu sehen.
Übersicht und Leitbündel sind zwei verschiedene Schnitte vom Blütenstängel des Hahnenfußes (Ranunculus) und einfach nur der Vergänglichkeit der Jod-Jodkaliumfärbung geschuldet. Sie ist nicht haltbar und die Aufnahme vom Leitbündel mußte ich wegen Vermeidung von Terminkonflikten an einem anderen Abend machen.
Zuerst wieder eine Übersicht:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/69563_34479368.jpg)
Leitbündel mit Assimilationsparenchym und Epidermis:
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/69563_4367963.jpg)
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Lieber Rolf-Dieter,
wie immer sehr schöne Aufnahmen von sehr gut gelungenen Schnitten!
An Deinen Bildern kann man m.E. zwei Dinge erkennen: zum einen scheint der Spross mit der "Oberseite" (9:00 bis 3:00 Uhr) zum Licht gestanden zu haben, während die "Unterseite" in Deinen Bildern dem Licht abgewandt oder beschattet war. Vielleicht stand die Pflanze an einer Mauer oder Ähnlichem?
Dies zeigt sowohl die Verteilung der Chloroplasten als auch der Amyloplasten im Rindenparenchym. Während "oben" quasi das gesamte Rindenparenchym als Assimilationsparenchym ausgebildet ist und die Schwärzung auch eine hohe Dichte an Amyloplasten anzeigt, ist der Anteil am Chloroplasten und Amyloplasten in den Zellen "unten" geringer. Auf 5:00 Uhr gibt es sogar eine kleine Stelle, an der die Zellen des Rindenparenchyms gar keine Chloroplasten ausgebildet haben. Vielleicht finden sich aber farblose Leukoplasten?
Zum anderen liegt kein "echtes" Speichergewebe vor (wie es z.B. die Stärkescheide dastellt, die hier ja nicht vorhanden ist), da die Amyloplasten nur in den Assimilationszellen vorkommen, die auch Chloroplasten enthalten. Es sind sozusagen nur "Zwischenspeicher" am Produktionsort vorhanden. :)
Auch das Mark scheint - soweit ich das anhand der Aufnahmen sehen kann - stärkefrei zu sein.
Herzliche Grüße
Jörg
Liebe Forumsmitglieder,
wenn man das Chlorophyll für Dauerpräparate in Harz halten möchte, muss man sich schon etwas einfallen lassen. Aber das ist gar nicht schwer, wenn man auf gute Literatur wie den Schneider-Zimmermann zurückgreifen kann, in dem zum Beispiel ein Verfahren zur Fixierung von Stärkekörner mittels eines Edelmetallsalzes (Höllenstein) beschrieben ist. Dieses lässt sich auch sehr gut für Schnitte von zum Beispiel krautigen Pflanzen anwenden und so indirekt über die Stärke das Chlorohpyll lokalisieren.
Den nachstehenden Schnitt eines Blütenstängels vom Ranunculus (Hahnenfuß) habe ich wie folgt präpariert:
- Querschnitte mit dem Rasierklingenmikrotom
- Schnittfixierung in Lugolscher Lösung, ca. 30 Minuten
- in Wasser auswaschen
- tropfenweise 1%ige AgNO3-Lösung zusetzen bis der Schnitt wieder weiß ist, es bildet sich das weiße Silberjodid
- belichten für ca. 20 Minuten unter Schreibtischlampe
- Schnitte in 10% Entwicklerlösung überführen, ca. 3 Minuten
- Schnitte gut auswaschen
- entwässern in 100%igem Isopropylalkohol
- in Eupraral einschließen
Bevor ich diese Aufnahme gemacht habe lag das Präparat für ca. 3 Wochen auf dem Schreibtisch, teilweise dem Sonnenlicht ausgesetzt.
(https://www.mikroskopie-forum.de/pictures002/70380_15467691.jpg)
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter Müller
Edit: Hinweis von Detlef Kramer berücksichtigt, das nicht das Chlorophyll erhalten wird, sondern die Stärke die dort sitzt, wo auch das Chlorophyll sitzt, wenn es sich nicht gerade um ein Speicherorgan handelt.
Lieber Rolf-Dieter,
danke für den Tip mit dem Chlorophyll, hatte ich nicht gewusst.
Wäre mal interessant, das Rezept mit Grünalgen zu testen, aber möglicherweise schrumpft der Chloroplast ...?
Herzliche Grüsse
Holger
Lieber Holger, lieber Rolf-Dieter,
wenn ich es richtig verstanden habe, hat die Sache einen Haken: nicht das Chlorophyll wird erhalten, sondern die Stärke mit dem dran hängenden Silberjodid. Bei höheren Pflanzen kann man in etwa sagen, dass die Stärke dort sitzt, wo auch das Chlorophyll sitzt, wenn es sich nicht gerade um ein Speicherorgan handelt. Bei den meisten Algen dürfte das Ganze sicherlich ganz anders aussehen.
Herzliche Grüße
Detlef
Lieber Detlef, vielen Dank für Deinen Hinweis, den ich in meinem Beitrag einkorrigiert habe und zwar so, das Chlorophyll indirekt über den Stärkenachweis lokalisiert wird.
Übrigens ist die Imprägnierung der Zellwände, im Schnitt in Brauntönen sichtbar, in diesem Umfang ursprünglich nicht beabsichtigt. Die AgNO3-Lösung hatte ich nämlich statt mit destilliertem Wasser hier mit Leitungswasser angesetzt. Das hätte ich nicht machen sollen, denn es entstanden heftige Ausfällungen und trotz dessen habe ich diese Lösung mit dem gezeigten Ergebnis verwandt. Straßburger schlug hierfür den Zusatz von Kaliumkarbonatlösung vor, das brauchte ich so nicht.
Man kann zusätzlich noch die Silber-Imprägnierung mit 0,2 %iger Goldchloridlösung nachbehandeln und bekommt so eine Tonung wie bei einer Photokopie. (@Alle, bitte den Ausdruck "Photokopie" nach dem technischen Stand vergangener Jahrzehnte lesen).
Ich habe aber darauf verzichtet, da der Schnitt hinreichend angefärbt und teilweise auch differenziert ist.
Lieber Holger, um Chloroplasten in Desmidiazeen zu halten gibt es aber eine andere Lösung, die im Schömmer, Kryptogammen-Praktikum, § 327 beschrieben ist. Hiefür wird das Material über Osmiumsäuredämpfe, Pfeiffersches Gemisch oder Formalin fixiert. Das Fixiermittel muss gründlichst ausgewaschen werden, eingeschlossen wird in Glycerin. Die Pärparate sollen mindestens einige Jahrzehnte haltbar sein.
Viele Mikrogrüße
Rolf-Dieter
Lieber Rolf-Dieter und alle, die sich damit beschäftigen wollen:
Bei Osmiumtetroxyd bzw. -Säure unbedingt die Sicherheitshinweise beachten. Das ist ein Teufelszeug und sollte nur unter einem guten Abzug oder evtl. im Freien angewandt werden. Abgesehen davon, dass es kaum jemand bekommen wird und es sauteuer ist. Pfeiffers Gemisch ist einen Versuch wert; den Holzessig bekommt man vom hilfsbereiten Apotheker.
Detlef