Winterzeit - "Tümpeln" im Moos

[Ole Riemann]

Liebe Kollegen,

wie schon im vergangenen Jahr befasse ich mich auch in diesem Winterhalbjahr mit der Mikroflora und -fauna in den Polstern unterschiedlicher Laubmoosarten. Anders als im vergangenen Jahr lasse ich die gewässerten Moospolster dieses Mal länger stehen und habe festgestellt, dass sie teilweise über Wochen sehr ergiebig sind, wobei die Populationen der mikroskopischen Moosbewohner starken Schwankungen unterworfen sind, so dass die Beobachtungen nie langweilig werden.

Ich verzichte im Moment gänzlich auf das Isolieren einzelner Organismen unter schwacher Mikroskopvergrößerung und untersuche direkt mit einem Deckglas 24 x 32mm abgedeckte Proben, die so frei von Detritus sind, dass auch Untersuchungen bei äußerst geringer Schichtdicke und damit hoher mikroskopischer Auflösung möglich sind. Praktisch verfahren ich so, dass ich in die tropfnassen Moospolster eine Einwegpipette drücke und je Präparat ein geringes Probenvolumen aufnehme. So ein Vorgehen ist natürlich nicht bei allen Moospolstern möglich; die Moose müssen insbesondere weitgehend frei von Boden- und Sandpartikeln sein.

Im Folgenden zeige ich einige Funde der letzten Wochen und möchte damit Martins und meine eher exemplarische Bestandsaufnahme der mikroskopischen Lebewelt der Moose fortsetzen (siehe hier: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=40382.0, https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=40943.0). Alle folgenden Fotos sind am Olympus BH-2 mit Mikroblitz aufgenommen.

Raineriophrys erinaceoides (die Taxonomie dieser Art ist verworren; sie wurde auch schon den Gattungen Acanthocystis und Pterocystis zugerechnet) ist ein eindrucksvolles Sonnentier, das sich in längere Zeit befeuchteten Moosproben in dichten Populationen entwickelt hat. Meist ist es (mir) nicht möglich, aufgrund lichtmikroskopischer Befunde Sonnentiere eindeutig zu bestimmen, da die Taxonomie auf Artniveau häufig auf nur rasterelektronenmikroskopisch sichtbaren Merkmalen beruht. R. erinaceoides ist aber relativ gut an den charakteristisch abgeknickten Basen der leicht gekrümmten Nadeln des Periplasten zu erkennen (Pfeile in der folgenden Abbildung, ssc = spine scales, im Gegensatz zu plate scales). Der Kern ist gelappt; der Centroplast infolge der schon leichten Quetschung der dargestellten Zelle etwas exzentrisch:



Bei stark reduzierter Schichtdicke und sehr sorgfältig eingestelltem Fokus erkennt man hart an der Grenze der lichtmikroskopischen Möglichkeiten auf der Oberfläche der Zelle elliptisch-langgezogene Tangentialschuppen (ps = plate scales), die eine Mittelrippe mit doppelter Kontur tragen:



Eine Überraschung für mich war der Fund einer farblosen Trachelomonas-Art, die über Tage in hoher Zelldichte bei einem Teil der Proben auftrat. Es handelt sich wahrscheinlich um Trachelomonas obovata. Diese Art zeigt ein interessantes Gehäuse, das aus spiralig verlaufenden, schräg gestellten Bändern feiner Poren zu bestehen scheint:



Erhöht man den Deckglasdruck, bricht das Gehäuse auf, und der Protoplast wird freigesetzt:



Die kontraktile Vakuole scheint sich aus mehreren Teilbläschen zusammen zu setzen, die sich in die Ampulle entleeren:



In schon fast leerem Abbildungsmaßstab sind gerade noch die Ansätze beider Flagellen zu erkennen; der Augenfleck bietet einen hübschen Farbakzent:



Neben den in Moosproben allgegenwärtigen bdelloiden Rädertieren und Vertretern der monogononten Gattungen Encentrum, Cephalodella und Bryceella habe ich auch eine kleine Colurella-Art gefunden, die ich für C. hindenburgi halte. In der folgenden Lateralansicht ist das typische Rostrum zu erkennen, welches das Räderorgan bedeckt (Colurella, ,,Narrenkappenrädertiere"):



Die von mir gefundene Art hat einen Fuß mit drei klar voneinander abgesetzten Fußgliedern (Pfeile) und Zehen, die ebenso lang sind wie die Fußglieder zusammen:



Besonders artenreich ist die Ciliatenfauna der Moospolster. Hier nur zwei Arten, bei denen ich mir hinsichtlich der Bestimmung relativ sicher bin. 

Typische Moosciliaten sind die nierenförmigen Zellen der Gattung Colpoda – hier möglicherweise C. cucullus mit ausgeprägter Mundrinne:



In Rückenansicht erkennt man die schräg über die Zelle streichenden Cilienbänder sowie den Exkretionsporus der kontraktilen Vakuole:



Presst man die Zelle stark, zeigt der Makronukleus zahlreiche gelappte Binnenkörper; kleine linsenförmige Mitochondrien sind ebenso zu erkennen wie winzige Extrusomen:



Frontonia angusta ist im Gegensatz zu anderen Frontonia-Arten relativ klein (ca. 80 µm bei meinen Exemplaren) und zeigt unterhalb des Oralapparates ein dreieckiges Feld mit seltsamer Strukturierung der Pellikula (Pfeil). Martin hat diese Art schon einmal mustergültig in einem separaten Beitrag beschrieben - https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=35100.0:




F. angusta lebt im Moos offenbar auch von Pilzsporen. Als solche deute ich zumindest die beiden mit Pfeilen markierten dickwandigen Objekte in der folgenden Abbildung:



Ich bedanke mich herzlich bei Martin Kreutz, mit dem ich schon einige Funde diskutiert habe und der sehr hilfreiche Hinweise zur Bestimmung geben konnte.

Beste Grüße

Ole Riemann

[KayZed]

Hallo Ole,

phantastische Aufnahmen! Du setzt Maßstäbe.

Ich bin auch gerade dabei einige Moosproben zu kultivieren sowie meine Probenaufbereitung und Blitztechnik zu verbessern.
Wie steuerst du deinen Blitz, mit welchen Belichtungszeiten und mit welcher Kamera?

Nachdem bei mir die TTL-Steuerung nicht funktioniert (Nikon Z7 mit Metz Mecablitz M400) überlege ich, ob ich den Blitz bzw. Blitz und Kamera wechseln soll.

Viele Grüße  KlausZ

[SNoK / Stephan Krall]

Moin Ole,

tolle Bilder und Beschreibungen. Es gibt doch immer wieder neue Organismen zu beschreiben. Die Vielfalt der Mikrowelt ist riesig. An die Insekten kommen sie mit der Artenzahl nicht ran, aber für ein Mikroskopikerleben reicht es allemal.

Viele Grüße und bis demnächst
Stephan

[Ole Riemann]

Hallo Stephan und Klaus,

vielen Dank für Eure Rückmeldungen!

Klaus, ich steuere meinen Canon-Blitz Speedlite 430EX II manuell, stelle also Blitzteilleistungen passend zur Aufnahmesituation ein. Als Kamera verwende ich die Canon EOS 700D. Die meisten der im Beitrag gezeigten Fotos habe ich mit dem SPlan Apo 60/1,4 bei ISO 100 gemacht. Da brauche ich ungefähr 1/16 der maximalen Blitzleistung.

Schöne Grüße

Ole

[KayZed]

Hallo Ole,

danke für die Info. Nachdem bei mir (ohne Objektiv) TTL nicht funktioniert, werde ich zunächst auch mit der manuellen Blitzeinstellung arbeiten.
Ist aber etwas nervig, weil ich es oft vorher testen muss.

Martin hat mich gerade darüber informiert, dass nur wenige Kameratypen TTL durch das Mikroskop zulassen.

Herzliche Grüße
KlausZ

[Martin Kreutz]

Hallo Ole,

ein sehr schöner Beistrag mit abwechslungsreichen Objekten. Ich durfte ja schon einiges vorab bewundern. Besonders gut gefällt mir Raineriophrys erinaceoides und Deine Aufnahme der Tangentialschuppen. Da hast Du ja alles aus Deinem 60/1,4 rausgeholt! Diese Art habe ich selbst noch nie gefunden (eventuell auch fehlbestimmt und geistert jetzt im Archiv, wer weiß). Auf das Merkmal mit den abgeknickten Stacheln muss ich mal verstärkt achten. Manche Merkmale übersieht man schnell beim flüchtigen betrachten.

Woher stammen die Moosproben, die Du diesmal untersucht hast? Ich habe letztes Jahr viel von Bäumen gekratzt und die waren schon sehr reichhaltig.

@ Klaus: Um es genau zu sagen meinte ich, dass es nur wenige Kamaratypen gibt, die eine TTL Steuerung ohne ein angeschlossenes Objektiv zulassen. Viele Mikroskopiker setzen ihre Kamera auch mit Objektiv auf das Mikroskop.

Schönen Abend

Martin

[SNoK / Stephan Krall]

Moin Ole,

ich habe auch das Canon Speedlite 430 EX II und stelle die Blitzleistung ebenfalls manuell ein. Ich finde die halbrunden Knöpfe nur etwas nervig. Man muss ja gleichzeitig sehen, dass einem das Objekt nicht entfleucht. Oder hast Du einen genialen Trick?

Grüße
Stephan

[Ole Riemann]

Hallo Stephan und Martin,

ja, das Problem mit den runden Druckknöpfen am Speedlite-Blitz kenne ich auch. Mein einziger Trick ist, die Ausrüstung so gut zu kennen, dass man möglichst gleich +/- richtig mit der Blitzleistung liegt und kaum noch nachkorrigieren muss. Das habe ich einigermaßen im Griff. Lange Testreihen haben bei mir nur bedingt Sinn gemacht, da ich im DIC z.B. keine standardisierte Einstellung des objektivseitigen Prismas vornehme, sondern je nach Objekt etwas anders kontrastiere.

Mein Vorgehen ist typischerweise so: 1. interessantes Objekt bei schwächerer Vergrößerung gefunden, 2. Objektiv für Fotografie einschwenken, passendes Kondensorprisma einstellen, 3. Objekt wiederfinden und passende Einstellung des objektivseitigen DIC-Prismas vornehmen, 4. mit diesen Einstellungen eine Testaufnahme des Objektes blitzen, 5. ggf. Blitzteilleistung anpassen, 6. dann mit definitiver Einstellung ein leeres Feld aufnehmen und dieses Bild zur Einstellung des Weißabgleiches nutzen, 7. definitive Aufnahmen des Objektes blitzen. Im Idealfall geht das alles sehr schnell, bleibt aber bei rasch beweglichen Objekten oder "Seltenheiten" eine Nervensache.

Martin, die Moosproben stammen dieses Mal nicht von Bäumen, sondern von der Rasenfläche im Garten und von flachen Mauern. Ich werde versuchen, am Wochenende die Moose etwas genauer zu bestimmten. Ja, der SPlan Apo 60/1,4 ist ein schönes Objektiv, leider am Olympus BH-2 im DIC nur mit einem Kondensor N.A. 0,9 zu betreiben. Ich vermute, Du hast Deine Bilder von Frontonia angusta schon mit N.A. kondensorseitig 1,4 aufgenommen? Sie sind ja deutlich feiner aufgelöst und haben weniger Schärfentiefe.

Schöne Grüße

Ole

[SNoK / Stephan Krall]

Lieber Ole,

ich mache das im Grunde ähnlich wie Du. Mittlerweile weiß ich auch, zu welchem Objektiv welche Blitzleistung passt, inkl. Justierung des Prismas. Nur muss es manchmal bei bewegliche Objekten und Objektivwechsel schnell gehen, und dann fummelt man an den runden Knöpfen schon rum. Was ich allerdings noch nie gemacht habe, ist der Weißabgleich. Der erfolgt bei mir automatisch. Frank Fox meinte mal, dass man das bei der Bildbearbeitung ohnehin anpasst. Oder glaubst Du, dass das viel bringt? Ist ja doch ein zusätzlicher Schritt.

Grüße
Stephan

[Ole Riemann]

Lieber Stephan,

gute Frage - ganz genau weiß ich das nicht. Aber da ich grunsätzlich nur mit JPEG-Dateien arbeite (=keine RAW-Dateien einsetze), sind nach meinem Verständnis der Nachbearbeitung insbesondere in Bezug auf Farben engere Grenzen gesetzt. An meiner Canon EOS 700D kann ich auch mit automatischem Weißabgleich fotografieren und oft stimmt der Hintergrund einigermaßen. Im Hellfeld geht das sehr gut. Beim DIC und Blitz habe ich aber häufig Probleme und bekomme bei dieser Einstellung einen blau-cyan Hintergrund. Wenn ich mit manuellem Weißabgleich fotografiere, wird der Hintergrund schon im unbearbeiteten Foto relativ neutral grau.

Viele Grüße

Ole

[SNoK / Stephan Krall]

Lieber Ole,

bei meinem Leica DIK bekomme ich meist einen neutralgrauen Hintergrund, oder er ist hellblau, was dann bei der Bearbeitung mit Photoshop Elements problemlos in Grau transferiert werden kann, wenn man das möchte. Aber manchmal passt das auch ganz gut. Vielleicht experimentiere ich aber auch mal mit Weißabgleich, da ich ebenfalls nicht mit Rohformat, sondern mit JPEG arbeite.

Grüße
Stephan

[deBult]

I often use the white balance in Canon Camera Control before taking the picture.

Maarten

[Peter V.]

Lieber Ole,

wie hältsst Du die Moosprobe? Ich habe eine bereits ziemlich trockene Probe Bodenmoos von Montag gestern wieder gewässert (siehe Bilder). Das Gefäß habe ich etwa zu einem Drittel mit Wasser gefüllt. Ist das halbwegs richtig oder ist das zuviel des Guten (des Wassers)? Sollte es eher eine feuchte Kammer sein?

Hezrliche Grüße
Peter

[Ole Riemann]

Lieber Peter,

ich halte das für zuviel - von beidem, Moos und Wasser. Bei mir sind es pro Ansatz eher 1 bis 2 Esslöffel Moospolster, die gut durchfeuchtet sind, das Wasser aber weitgehend kapillar halten. D.h. die Moose sollten nach meiner Erfahrung nicht im Wasser schwimmen, denn dann stellen sich schnell sauerstoffarme Bedingungen und ein Fäulnismilieu ein.

Viel Erfolg und schöne Grüße

Ole

[A. Büschlen]

Lieber Ole,

danke, dass du deine Beobachtungen mit uns teilst. Die Ergebnisse sind eine Augenweide!-

@ alle die sich mit der Frage beschäftigen: "Wie halte ich eine Moosprobe möglichst lange optimal"?

Die allermeisten Laub- und Lebermoose sind eigentliche Landbewohner. Viele von ihnen wachsen unter extremen Lebensbedingungen. Betrachten wir einmal den Standort auf einer Mauerkrone oder auf einem Laubbaumast. Einmal sind die Polster flusche nass dann wiederum tagelang einfach nur trocken. Tagelang können sie mit Schnee bedeckt sein und stehen dann wiederum Wochenlang an der prallen Sonne. An diese Lebensituationen sind auch die Mitbewohner in den Moospolstern angepasst.
Das heisst für die Hälterung zu Hause:

- Hälterung auf dem Balkon mit viel frischer Luft, Licht und Teperaturschwankungen.
- Laub - und Lebermoose sind nicht Wasserpflanzen die immer im Wasser stehen müssen.
- Laub - und Lebermoose können auch einmal austrocknen.
- Ich würde Laub - und Lebermoose nicht in Gläseren der direkten Sonne aussetzen, denn darin können sie Verbrennungen erleiden.

Gutes Gelingen!

Arnold Büschlen