Autor Thema: Bild-Kurs Histologe Teil II: Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken  (Gelesen 38396 mal)

Ronald Schulte

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Bild-Kurs Histologe Teil II: Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« am: Oktober 17, 2011, 11:24:41 Vormittag »
Histologische Technik (Teil 2)

Diesen Beitrag ist auch als .pdf herunter zu laden. http://micro.ronaldschulte.nl/Histocursus/index.htm
Wer es haben möchte in Powerpoint Daten sollte sich melden und dann schicke ich es in ein Email (6,5mb).


Der erster Teil beinhaltete die Schritte von der Gewebsentnahme bis zur Einbettung in Paraffin. Dieser 2. Teil umfasst die Arbeitsgänge vom Mikrotomschneiden bis zum fertigen Präparat.

Auch jetzt wird nach einem festen Muster gearbeitet. Die Blöcke werden mit einem Mikrotom geschnitten; hierbei handelt es sich in diesem Beitrag um ein Rotations-mikrotom. Bei diesem bewegt sich das Gewebe vertikal zu einem fest stehenden Messer. Pflanzliches Material schneidet man vielleicht besser mit einem Schlittenmikrotom. Hier bewegt sich das Messer in Längsrichtung zum fest aufgestellten Material. Die Schnitte werden aufgezogen, entparaffiniert und gefärbt. Für diesen Beitrag wird die Färbung nach Mallory von 1900 vorgestellt. Die Schnitte werden zuletzt wieder entwässert und in Harz eingeschlossen. Nach Beschriftung und Archivierung können die Präparate in einem Präparatekasten für Jahre aufbewahrt werden, ohne dass die Schnitte an Farbbrillanz verlieren.
1.       Gewebe schneiden mit dem Mikrotom
2.       Schnitte auf einen Objektträger aufziehen
3.       Zurück in Wasser bringen (Hydrieren)
4.       Färben
5.       Präparat haltbar machen.



1.       Mikrotomschneiden

Ein Mikrotom kauft man nicht jeden Tag. So soll zuerst über die Frage nachgedacht werden, was man möchte. Ein Mikrotom ist ein Präzisionsinstrument und somit nicht billig. Ein einfaches handgetriebenes aber sehr gut brauchbares Mikrotom ist z.B. ein A&O 820 (Bild 1). Damit lassen sich sehr gut Paraffinschnitte von hoher Qualität erzeugen. Wichtig ist nur, dass die Mechanik einwandfrei (kein Rost oder Spiel) ist, und gute Messer zur Verfügung stehen. Das Messer ist eigentlich das wichtigste Teil eines Mikrotoms. Es gibt Messer, die immer wieder nachgeschärft werden können, und Einwegmesser. In diesem Beitrag wird mit Leica 818 Einwegklingeln (Bild 2) geschnitten. Dazu dient ein passender Messerhalter, der oft nicht so einfach zu bekommen ist, oder man muss sich so ein Teil anfertigen lassen.

Bild1


Bild2


Ein weitere Möglichkeit ist der Kauf eines aufwendigeren Mikrotoms (Bild 3), mit dem man später auch Kunststoffschnitte anfertigen kann. Eine gute Kaufberatung ist hier wichtig. Z.B. im Deutschen Mikroskopieforum: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php werden viele Diskussionen über Arten von Mikrotomen geführt, und es gibt öfters Schneidetipps zu lesen. Wenn der Block eingespannt ist und es ans Schneiden geht, kommt die Frage: „Wie dick oder dünn soll ich schneiden?“ Die Frage ist nicht immer leicht zu be- antworten. In der Histologie und Pathologie ist eine Schnittdicke von 4 bis 5 µm schon eher dick. In einem dicken Schnitt ist z.B. ein Dendrit einer Purkinjezelle im Kleinhirn besser zu verfolgen, aber das mikro- skopische Bild wird auch unklar, weil sich mehrere Zellschichten überlappen. Ein dünner Schnitt von 1 bis 2 µm ergibt oft ein sehr detailreiches Bild, erfordert im Paraffin aber viel Übung. Um solche dünnen Schnitte in reproduzierbarer guter Qualität zu erzeugen, muss das Gewebe in Kunststoff gegossen werden.

Bild3



In Bild 4 und 5 ist das A&O im Einsatz. Wenn alles richtig gemacht wird, erhält man Schnittbänder.

Bild4


Bild5


Für einen guten Schnitt empfehle ich:
- Gutes Qualitäts-Paraffin verwenden (Paraplast lässt sich  sehr gut schneiden)
- Blöcke eine Nacht kühlen im Kühlschrank und erst unmittelbar vor dem Einspannen aus dem Schrank holen
- Das Anschneiden des Blockes darf mit einem schon häufiger gebrauchten Teil des Messers erfolgen, für die eigentlichen Schnitte nimmt man aber ein neues Messer oder Messerteil
- Das Handtriebrad gleichmäßig bewegen
- Wenn die Luftfeuchtigkeit zu niedrig ist, kleben die Schnitte oft zusammen (Schnitte werden statisch). Man kann versuchen, einen Topf mit heißem Wasser in die Nähe zu stellen, aber ich schneide lieber am   nächsten Tag.

Um einen guten Schnitt zu bekommen, soll man viel üben. Ich habe ein Video von der Schneidearbeit in Youtube eingestellt (Bild 6).
http://www.youtube.com/watch?v=qGyE4p9XanA&feature=related

Bild6



2.       Schnitte auf einen Objektträger aufziehen
Um Schnitte oder Schnittbänder auf einem Objektträger (OT) zu befestigen, müssen sie vorher gestreckt werden. Das Häutchen Paraffin ist so dünn und fragil, dass ein Berühren mit der Hand nicht ohne Schaden bliebe. Darum verwendet man einen Pinsel und/oder eine Pinzette. Es ist auch möglich, die Schnitte direkt auf dem OT zu strecken, aber ich bevorzuge ein Strecken im Warmwasserbad (Bild 7). Die Wassertemperatur soll Zwischen 40 und 45 Grad liegen. Wenn das Wasser zu warm wird, fangen die Schnitte an zu schmelzen, wodurch sie wertlos werden. Die schon ab Werk gereinigten OTs sollten nochmals gereinigt werden mit einer Mischung aus Ethanol 96% und Aceton. Es gibt Histologen, die eine dünne Schicht von Eiweissglyzerin auf die OTs auftragen, um eine bessere Haftung des Gewebes zu erzielen; ich mache das nicht und gebrauche nur saubere OTs. Ein späteres Abschwimmen eines Schnittes durch Farbstoffe oder andere Chemikalien passiert nur selten.

Bild7



Das Aufbringen der Schnitte auf die Oberfläche des warmen Wassers ist auch wieder eine Übungssache. Wenn es mal nicht gelingt, und das passiert recht häufig, besteht ja keine Not,
einfach einen neuen Schnitt herzustellen und wieder auf das Wasser aufzubringen. Die Schnitte strecken sich sofort, können aber ruhig einige Zeit im Wasser verbringen (Bild8). Eine Minute Strecken reicht jedenfalls aus. Dann wird vorsichtig ein sauberer (und Ethanol-/Aceton- trockener) OT in das Wasser getaucht und der Schnitt hiermit aufgefischt. Durch Schräghalten des OT lauft das Wasser besser ab. Danach einfach trocknen lassen. Das Trocknen darf auf einer Wärmebank oer auf dem Rand des Wasserbades erfolgen, aber vorsichtig sein, dass auf keinen Fall der Schmelzpunkt des Paraffins überschritten wird. Trocknen in einer Präparatenmappe aus Pappe geht auch. Das Trocknen sollte möglichst lange, am besten über Nacht geschehen.
Dann sind die Schnitte so weit, dass sie gefärbt werden können.

Bild8



Auf YouTube habe ich ein Video eingestellt, wo das Strecken gezeigt wird (Bild 9).
http://www.youtube.com/watch?v=cbQnZr0wx0I&feature=mfu_in_order&list=UL

Bild9



3.       Zurück in Wasser bringen (Hydrieren)
Um die verschiedenen Gewebe unter dem Mikroskop studieren zu können, müssen sie zuerst gefärbt werden. Hierfür ist es notwendig, dass das Paraffin rückstandslos aus den Schnitten geholt wird und diese danach in Wasser gebracht werden. Die Reihenfolge der Chemikalien ist genau umgekehrt wie bei der Entwässerung am Anfang der histologischen Arbeit.

Eine Ethanolreihe wird aufgebaut und besteht aus:

- 2 Xylolstufen
- Isopropanol 100%
- Ethanol 96%
- Ethanol 85%
- Ethanol 70%
- Ethanol 50%
- Aqua dest. (AD).

Bild10



Natürlich können mehrere Präparate in der Reihe gleichzeitig behandelt werden. Hier werden zwei Präparate simultan gewässert.
Alle Stufen laufen vier Minuten. Ein einfacher Küchenwecker ist eine prima Hilfe. Die OTs gelegentlich in der Flüssigkeit bewegen. Hier verbringt Schnitt 1 in Xylol II und Schnitt 2 in Xylol I.

Bild11



Es ist sinnvoll, nach jeder Stufe den Überschuss an Flüssigkeit mit Zellstoff abzuwischen, die Schnitte dürfen hierbei aber nicht trocken. Hier wird Schnit 1 vom überwiegendenTeil des Xylols gesäubert.

Bild12



Schnitt 1 wird in Isopropanol 100% getaucht, während Schnitt 2 in der letzten Xylolstufe verbringt.

Bild13



Schnitt 1 ist schon in Ethanol 70% angekommen, während Schnitt 2 gerade vom Ethanol 96% zum Ethanol 85% wechselt.

Bild14



Nach einiger Zeit kommen die Schnitte im Wasser an und können dort einige Zeit verbleiben. Ein oder zwei Stunden sind okay, aber ein Tag ist zu lange - bindegewebsreiche Gewebe fangen an aufzuquellen.

Bild15




4.     Färben

Das Färben der Schnitte ist der schwierigste Teil der Histologie. Das Mikrotomschneiden war schon nicht einfach, jetzt beginnt die Meisterarbeit. Ich vergleiche es öfters mit dem Braten eines Steaks. Das kann im Prinzip jeder, aber nur der Meisterkoch bekommt es ideal saftig hin. So ist es mit dem Färben auch. Im Romeis, Mikroskopische Technik sind viele Rezepte zu finden. Dieses Buch sollte jeder haben.
Bild 16 zeigt die ältere Ausgabe, die meiner Meinung nach die beste ist. Die neue Auflage auf Bild 17 geht öfters für den Amateur zu weit. Da braucht man häufig Instrumente und Farbstoffe, die zu teuer sind, und die speziellen
Färbungen sind aufwendig. Es ginge zu weit, hier alle Details anzusprechen, dafür ist die Färbetechnik zu kompliziert. Nennenswert ist aber:
- Progressives Färben ist eine Technik, bei der die Schnitte so lange im Farbstoff verbleiben, dass sie genügend gefärbt sind.
- Beim regressiven Färben wird der Schnitt zuerst überfärbt und durch Differenzieren (Auswaschen) mit einer geeigneten Flüssigkeit der Überschuss an Farbstoff wieder entfernt.
- Man kann einen Schnitt mit einem einzigen Farbstoff färben oder aber Doppel-, Dreifach-, oder Mehrfachfärbungen durchführen.
- Die Färbung ist sehr abhängig von:
  - Färbezeit
  - Konzentration der Farbstofflösung
  - Färbetemperatur
  - Schnittdicke
  - Art der Fixierung.

Bild16

Bild17



Vier Bilder von verschiedenen Färbungen.
Bild 18, Zahnglocke mit PTAH gefärbt. (PTAH=Phosphorwolframhämatoxylin)
Bild 19, Gleiche Zahnglocke in einer Trichrom-Färbung nach Mallory.
Bild 20, Wirbelsäule in einer AZAN Färbung nach Heidenhain.
Bild 21, Das Vomeronasalen Organ eine Maus in Klassische HE Färbung. Die HE (Hämatoxylin/Eosin) ist eine Routine-Färbung in histologischen- und pathologischen Labors.

Bild18


Bild19


Bild20


Bild21



Zuerst sollte man sich die Farbstoffe beschaffen. Fertige Färbstofflösungen erhält man z.B. bei Chroma in Münster. Der Nachteil dabei ist, dass Farbstofflösungen mit der Zeit an Farbkraft verlieren und somit regelmäßig neue angesetzt werden müssen. Eine bessere Methode ist es, Farbstoffe als Pulver zu kaufen, wie auf Bild 22 gezeigt. Das Anilinblau/Orange G ist ein fertiges Gemisch, das Säuerefuchsin jedoch ein separater Farbstoff. Wie sie angesetzt werden müssen, ist im Romeis beschrieben.

Bild22



Die Färbung, die ich hier vorstellen möchte, ist eine Trichrom-Übersichtsfärbung nach Mallory. Frank Burr Mallory war ein US-amerikanischer Pathologe und Professor für Pathologie an der Harvard University. Sein Färbprotokoll stammt schon aus dem Jahre 1900. Er beschreibt eine Gewebe-Fixierung mit Zenker‘scher Flüssigkeit. Meine Erfahrungen mit Zenker sind gut, aber die Färbung gelingt auch sehr gut mit Bouin‘schem Fixiergemisch, und auch nach einer einfachen Formalin-Fixierung ist die Färbung noch möglich, wobei sie dann ggf. nicht gaz so kräftig ausfällt.
    
Das Protokoll:
- Schnitte in Wasser bringen
- Säurefuchsin 0,25% in AD, 5Min
- Spülen mit AD
- Fixieren und Differenzieren in Phosphorwolframsäure 5% in AD, 5Min
- Spülen in AD
- Anilinblau/Orange G/Oxalsäure Mischung, 7Min
- Spülen mit AD
- Differenzieren in zwei Portionen Ethanol 96% bis keine Farbwolken mehr abgehen
- Entwässern
- Xylol und einschließen in Harz.

In den meisten Büchern wird beschrieben, dass die Färbungen in speziell dafür geeigneten Küvetten erfolgen sollen. Meine Färbetechnik sieht ganz anders aus. Der Farbstoffverbrauch wäre für mich sonst viel zu hoch. Meist färbe ich nur einige Schnitte und gebe hierfür die Farbstofflösungen direkt auf den Objektträger.

Bild23






In diesem Färbegang werden zwei bereits gewässerte Schnitte gleichzeitig gefärbt.

Bild 24: Die Schnitte werden nochmals mit AD gespült und horizontal über ein Becherglas gelegt.


Bild 25: Die Arbeitsabläufe sind für beide Schnitte gleich.


Bild 26: Das Fuchsin wird aufgebracht. Das Gewebe soll gut mit Farbstoff überschichtet werden.


Bild 27: Den Farbstoff 5 Minuten einwirken lassen und die Flasche AD bereit halten.


Bild 28: Den Farbstoff mit AD abspülen.


Bild 29: Den Farbstoff mit AD abspülen.


Bild 30: Die Phosphorwolframsäure aufbringen.


Bild 31: 5 Minuten einwirken lassen und die Flasche AD bereit halten.


Bild 32: Die Phosphorwolframsäure mit AD gründlich abspülen.


Bild 33: Die Farbstoffmischung aufbringen und 7 Minuten einwirken lassen.


Bild 34: Die Farbstoffmischung aufbringen und 7 Minuten einwirken lassen.


Bild 35: Die Farbstoff mit AD abspülen.  


Bild 36: Die Schnitte werden differenziert mit Ethanol 96%. Hier muss schnell gearbeitet werden, weil der Farbstoff sonst zu stark ausgewaschen wird. Meist ist eine Minute genug.


Bild 37: Viele Färbungen werden entwässert ab Ethanol 70%, da hier aber bereits mit Ethanol 96% differenziert wurde, kann die nächste Stufe gleich Isopropanol 100% sein. Hier geht kein Farbstoff mehr ab, daher dürfen diese Stufen wieder 4 Minuten lang sein. Zweimal Isopropanol 100%, um sicher zu sein, dass das Wasser auch wirklich komplett entfernt wurde.


Bild 38: Nach der zweiten Isopropanol-Stufe wird der OT gründlich vom Isopropanol befreit. Ziel ist, so wenig Isopropanol wie möglich mit in das Xylol zu schleppen. Xylol-Stufen für 4 Minuten, länger ist kein Problem, denn Farbstoff geht nicht mehr ab.


Bild 39: Auch jetzt wieder zwei Xylol Stufen. Das Isopropanol muss komplett vertrieben werden durch Xylol, weil die meisten Kunstharze kein Isopropanol und schon gar kein Wasser vertragen. Eine Ausnahme ist Euparal. Es verträgt kein Wasser aber mischt sich mit Isopropanol.



5.      Präparat haltbar machen

Zum Einschließen der entwässerten Präparate verwendete man früher Kanadabalsam. Heute sind eine Reihe neutraler, synthetischer Einschlussmittel auf Kunstharzbasis in Gebrauch, die unter verschiedenen Markennamen angeboten werden. Hier wird eingeschlossen mit DePeX.
Bild 40: Sofort aus den Xylol-Stufen muss das noch feuchte Präparat eingedeckt werden. Z.B. eine Glas-Pasteurpipette mit angeschmolzener Spitze oder ein Glasstab dienen hierbei als Werkzeug, um einige Tropfen Harz aufzubringen.

Bild 40:



Deckgläser gibt es in vielen Sorten und Abmessungen (Bild 41 und 42). Wichtig ist, dass sie eine Dicke von 0,17mm haben, da die meisten Objektive hierfür korrigiert sind.





Bild 43: Das Auflegen eines Deckglases ist Übungssache. Die Gläser darf man nur am Rand anfassen und schräg auflegen. So wird verhindert, dass störende Luftblasen mit eingeschlossen werden.



Nachdem das Deckglas drauf ist, muss das Präparat trocknen. Ein Harz wie DePeX ist nach einigen Tagen ausreichend ausgehärtet, sodass man den Harzüberschuss wegschneiden kann. Euparal dauert ungefähr zwei Wochen, Malinol drei bis vier Wochen. Ein völliges Aushärten dauert Monate. Einige Präparate-Mappen aus Pappe sind ein nützliches Zubehör (Bild 44).


Später kann das Präparat gesäubert und mit einem Etikett versehen werden (Bild 45).


Das Resultat Kann so aussehen wie in die letzten Bilder.




Grusse Ronald und viel spass beim Schneiden und Färben
« Letzte Änderung: Juni 18, 2013, 19:18:30 Nachmittag von Florian Stellmacher »
Mikroskope:
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Austroflyer

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Re: HISTOLOGIEKURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und eindecken
« Antwort #1 am: Oktober 17, 2011, 11:32:16 Vormittag »
Ahhh - darauf hab ich schon gewartet!

Großartig, dass Du das machst! Vielen Dank! 

Du solltest ein Buch rausgeben: Mikroskopieren für Dummies (wie mich).
"Je weniger man über die Zukunft weiß, desto besser"
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Jan Kros

  • Gast
Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und eindecken
« Antwort #2 am: Oktober 17, 2011, 11:44:11 Vormittag »
Hallo Ronald
Ich bin zwar kein Anfänger mehr, aber du hast eine wunderbare Arbeit geleistet
Ich habe alles ausgedruckt und will es mal vorführen bei uns im Verrein
Herzlichen Gruss
Jan

Dieter Stoffels

  • Gast
Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und eindecken
« Antwort #3 am: Oktober 17, 2011, 11:46:51 Vormittag »
Lieber Ronald,

vielen Dank für Deine wunderbare Zusammenstellung und die Ergänzung Deines ersten Kurses. Vielleicht ein kleiner Hinweis: In Bild 13 (u. a.) ist zu sehen, dass Du das Xylol in schwarze Filmdosen gegeben hast. Diese Filmdosen bestehen aus einem polyolefinischen Kunststoff (Polypropylen, Polyethylen). Xylol ist ein gutes Lösungsmittel (vor allem in der Wärme) für diese Kunststoffe, so dass ich Dir empfehlen würde, die Dosen gegen ein Glasgefäß zu wechseln.

Nochmals vielen Dank für Deine Zusammenstellung!!!

Dieter
« Letzte Änderung: Oktober 17, 2011, 11:53:26 Vormittag von Dieter S. »

Ronald Schulte

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und eindecken
« Antwort #4 am: Oktober 17, 2011, 11:53:49 Vormittag »
Jan,

Danke! Die Holländische Version Arbeite ich noch dran. Kommt diese Woche noch, ich sag dir dann Bescheid.

Grüße Ronald
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Ronald Schulte

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und eindecken
« Antwort #5 am: Oktober 17, 2011, 12:00:15 Nachmittag »
@Dieter,

Ist auch nicht Ideal.
Das Xylol bewahre ich auch in Glas auf nur zum Färben gieße ich es dann für einige Minuten in die Dosen. Ich suche mich schon länger passende Schmale Bechergläser aber in Holland sind eigentlich nur Biergläser zu bekommen. Die Bayrische Biergläser sind da auch wohl groß genug. Wenn du noch ein Tipp hättest wo ich die bekommen könnte wäre ich dich dankbar.

Grüße Ronald
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Dieter Stoffels

  • Gast
Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und eindecken
« Antwort #6 am: Oktober 17, 2011, 12:10:08 Nachmittag »
Hallo Ronald,

gut geeignet wären sicher Bechergläser mit hoher Form und einem Volumen von 50 mL. Vor unserem nächsten Treffen werde ich einige Gläser heraussuchen.

Herzliche Grüße!

Dieter

Ronald Schulte

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und eindecken
« Antwort #7 am: Oktober 17, 2011, 12:15:28 Nachmittag »
Dieter,

Guten Tipp!

Ronald
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Jan Kros

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« Antwort #8 am: Oktober 17, 2011, 16:50:56 Nachmittag »
Hallo Ronald
Auf den Wohldenberg färben wir in diesen Versanddosen, da passen genau 2 Präparate rein
Wenn nicht gefärbt wird einfach Deckel zu machen.
Die dosen passen auch genau in diesen Filmdöschen
Ich glaube Thorns verkauft so etwas

Herzlichen Gruss
Jan

Hans-Jürgen Koch

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« Antwort #9 am: Oktober 17, 2011, 18:14:45 Nachmittag »
Lieber Ronald,

ein super Beitrag zur Histologie - Technik, danke.
Meine Lösung zu Filmdosen, Bechergläser sieht so aus:



Gruß
Hans-Jürgen
Rück die Dinge ins richtige Licht und sie werden leuchten.

<a href="http://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=2650.0" target="_blank">Hier geht es zur Vorstellung[/url]

Gerne per "Du"

Fahrenheit

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    • Mikroskopisches Kollegium Bonn
Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« Antwort #10 am: Oktober 17, 2011, 18:15:33 Nachmittag »
Lieber Ronald,

auch von mir vielen Dank für die Mühe, die Du Dir mit der Darstellung der Arbeitsprozesse in Deinem Histologie-Kurs gemacht hast! So ist jeder Schritt einfach nachvollziehbar - nur die Übung muss man sich selbst aneignen.  :)

Herzliche Grüße
Jörg
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Arbeitsmikroskop: Leica DMLS
Zum Mitnehmen: Leitz SM
Für draussen: Leitz HM

Florian Stellmacher

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« Antwort #11 am: Oktober 17, 2011, 18:39:22 Nachmittag »
Lieber Ronald,
liebe Histologen,

nun ist der zweite Teil des Histologie-Kurses endlich vollbracht! Herzlichen Glückwunsch, lieber Ronald, zu diesem prachtvollen Werk!

Hinsichtlich Eures Improvisationstalentes möchte ich noch ergänzend anmerken, dass man auch mit professionellen Glaswaren zum Erfolg kommen kann. Ich benutze solche Färbetröge nach Hellendahl, und diese sind enorm haltbar, sodass sich die Investition (heute so um die 8,50 € pro Stück) wohl langfristig bezahlt macht.
Zum Färben verwende ich eine Kunststoffverpackung, in der teurere Diarahmen verkauft werden. Diese ist tief genug, um entsprechende Mengen Flüssigkeit zu fassen, und besitzt genügend Querverstrebungen, über die man bequem den Objektträger legen kann. Das Teil ist sogar noch praktischer als ein professionelles Färbegestell. Ich habe dieseses "Patent" in einem Unilabor kennen gelernt, in dem genau so eine Diarahmenpackung für die Immunhistochemie per Hand verwendet wurde.

Herzliche Grüße,
Florian
Vorwiegende Arbeitsmikroskope:
Zeiss Axioskop 40 (DL, Pol, AL-Fluoreszenz)
Olympus BHS (DL, Pol, Multidiskussionseinrichtung)
Leitz Orthoplan (DL, DF, Pol, AL-Fluoreszenz)
Zeiss Phomi I - III (DL, DL-DIK, Phako, AL-Fluoreszenz)
Wild M400 Fotomakroskop (DL, DF, AL, Pol)

Peter V.

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« Antwort #12 am: Oktober 17, 2011, 21:43:48 Nachmittag »
Lieber Ronald,

nur ein Wort: SUPER!!!!

Zu den Bechergläsern:

Wären die brauchbar?

http://www.ebay.de/itm/Becherglas-50ml-Rasotherm-made-GDR-/310289213095?pt=Alte_Berufe&hash=item483eada6a7

Schau Dir mal die Maße an.

Wenn Du an bestimmten Dingen interessiert bist und der Verkäufer nicht in die Niederlande versendet, kann ich gerne für Dich kaufen sie Dir zusenden. Ich kann auch von Hecht-Assistent mit einem umfangreichen Laborbedarf-Programm - die, wie üblich, leider nur an "Gewerbliche" liefern - beziehen

http://www.hecht-assistent.com/download+M57755109e9c.html?&tx_abdownloads_pi1[action]=getviewcategory&tx_abdownloads_pi1[category_uid]=1  

http://www.hecht-assistent.com/download.html

Bei Hecht gibt es auch 25 ml Bechergläser, die etwa 5 cm hoch und 3,5 cm im Durchmesser sein dürften.

Herzliche Grüße
Peter
« Letzte Änderung: Oktober 17, 2011, 22:02:07 Nachmittag von Peter V. »
Bzgl. Netiquette: Heinrich Lübke, Bundespräsident 1959 - 1969: You can say you to me!
"Die Natur kennt keinen rechten Winkel" (Herbert Knebel)

arturoag75

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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« Antwort #13 am: Oktober 18, 2011, 11:10:27 Vormittag »
absolutely fantastic :o
arturo

A. Büschlen

  • Member
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Re: HISTOLOGIE-KURS: Teil 2, Mikrotomschneiden, Färben und Eindecken
« Antwort #14 am: Oktober 18, 2011, 11:20:59 Vormittag »
Lieber Ronald,

du lässt uns an deiner hervorragenden Arbeit teilhaben dafür danke ich dir ganz herzlich. Auch einen Dank an die Fotografin / den Fotografen :)

Freundliche Grüsse

Arnold Büschlen