Botanik: Unter Seggen - Carex pseudocyperus (Neue Bilder) *

Begonnen von Fahrenheit, April 12, 2013, 18:19:25 NACHMITTAGS

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Fahrenheit

Liebe Pflanzenfreunde,

diesmal wird es eine lange Geschichte, die - so hoffe ich - trotzdem mit Interessantem aus der Gattung der Seggen und schönen Bildern unterhalten kann.

Vor einiger Zeit habe ich von Bodo (Herzlichen Dank!) eine Reihe von Schnitten verschiedener Pflanzen in Ethanol erhalten. Eines der Röhrchen war mit Ziergras beschriftet, genaueres zur Gattung und Art war unbekannt und ist an der Probepflanze in dieser Jahreszeit auch nicht zu ermitteln.
Trotzdem reizte mich der m-förmige Querschnitt der Grasblätter, die Präparation zu beenden und zu schauen, was sich alleine anhand der Schnitte zu dem Gras sagen lässt.

Kurz zur Präparation:

Bodo hat das Grasblatt auf dem Schlittenmikrotom mit einer Schnittdicke von 30 µm geschnitten und ich habe von ihm die AFE-fixierten Schnitte in Ethanol 70 Prozent erhalten.

Gefärbt habe ich nach Rolf-Dieter Müllers W3Asim II - Rezept, das auf der Webseite der MKB beschrieben ist und zu dem auch ein Arbeitsblatt heruntergeladen werden kann.
Nach der Färbung habe ich die Schnitte in Euparal eingedeckt und nach gebührender Trockenzeit die folgenden Aufnahmen gemacht:

Bilder des unbekannten Ziergrases:

Zunächst die Übersicht als Makroaufnahme des Präparats mit der Canon PS S3is:

Bild 1: Übersicht als Makroaufnahme

Schön ist der m-förmige Querschnitt zu erkennen. Auch ein Aerenchym in den Kammern des Blattes lässt sich erahnen.

Bild 2: Was liegt wo? Die Übersicht mit hinweisen zu den Detailaufnahmen


Und nun zu den Details:

Bild 3a/b: Der Hauptnerv in der Mitte des Blattes, Bild 3b mit Beschriftung, Vergrößerung 200x, Stapel aus 13 Bildern


Die Beschriftung:
Pl:    Phloem
Xl:    Xylem
T:    Trachee
Skl:  Sklerenchym
LBS: Leitbündelscheide
buZ: Bulliforme (Eschrich) oder bulbiforme Zellen - der "Klappmechanismus" des Blattes, schön auch beim Strandhafer
LB:   Leitbündel
Ae:   Aerenchym
AP:   Assimilationsparenchym
Ep:   Epidermis
Cu:   Cuticula
St:   Stoma (Spaltöffnung)
Neben den bulliformen Zellen direkt oberhalb des zentralen Leitbündels fällt die Leitbündelscheide und die auf der Blattober- und Unterseite stark unterschiedliche Epidermis besonders ins Auge.

Bild 4: Einer der beiden großen Nebennerven des Blattes, Vergrößerung 200x, Stapel aus 12 Bildern

Hier sehen wir quasi einen der beiden oberen "Bögen" des m, wie auch die "Landkarte" Bild 2 zeigt. Auffällig hier die gut ausgeprägte Sklerenschymleiste am oberen Rand.

Bild 5a/b: Detailaufnahme des Blattquerschnitts, Bild 5b mit Beschriftung. Vergrößerung 400x, Stapel aus 12 Bildern.


Die Beschriftung erfolgt analog zu Bild 3b, neu sind:
SR: Siebröhre im Phloem
GZ: Geleitzelle im Phloem
Hier fällt der Aufbau der Epidermis an der Blattunterseite ins Auge. Ähnlich wie bei der Epidermis der Fruchtschale der Banane (Bild 2 in der dritten Reihe) gibt es hier Zellen mit regelrechten Ausstülpungen, die von mehr oder weniger glatten Epidermiszellen umgeben sind. Alles ist natürlich noch von der Cuticula überzogen. Analog zur Banane würde ich hier eine matte, samtig wirkende Oberfläche der Blattunterseite erwarten.

Bild 6: Der Rand des Blattes, Vergrößerung 400x, Stapel aus 12 Bildern

Auch hier wieder starke Sklerenchymbündel zur Stabilisierung des Blattrandes.

Bild 7a/b: Spaltöffnung, Bild 7b mit Beschriftung. Vergrößerung 1000x, Stapel aus 6 Bildern


Die Beschriftung analog Bild 3b, neu sind:
SIR: Substomatärer Interzellularraum, früher Atemhöhle
NZ:  Nebenzelle
SZ:  Schließzelle
Sp:  Spalt
Zunächst fällt auf, dass selbst bei einem mit 30µm verhältnismäßig dünnen Schnitt die Bildqualität mit dem 100x PlanFluotar stark abfällt.
Kondensor und Objektiv waren selbstverständlich immergiert.
Ansonsten ist auch hier noch einmal schön der Aufbau der unteren Epidermis mit den beiden unterschiedlichen Zelltypen zu sehen. Das Stoma selbst liegt umgeben von zwei "Ausstülpungszellen" ein wenig eingesenkt. Die Schließzellen sind hier ca. 3 auf 6 µm groß.

Was können uns die Bilder von den Schnitten des unbekannten Ziergrases nun sagen?

Am Augenfälligsten sind sicher die bulliformen Zellen über dem Mittelnerv in Bild 3. Diese ermöglichen einen einfachen Klappmechanismus: bei zu geringer Wasserversorgung durch Trockenheit des Bodens oder hohe Verdunstung infolge starker Sonneneinstrahlung schrumpfen die Zellen und ziehen so die beiden Innenschenkel des Blattes zusammen. Somit wird ein großer Teil der Blattoberfläche quasi aus der Sonne genommen.
Dies ist eine typische Trockenanpassung, die sich so besonders schön auch bei den Blättern des Strandhafers findet, die sich regelrecht zu einer Röhre einrollen können.

Dazu passt die Epidermis, deren sehr große Zellen an der Oberseite eine starke Cuticula tragen (Bild 5). auch eine Adaption zur Verringerung des Wasserverlustes (Cuticula) und zum Schutz vor zu starker Sonneneinstrahlung. Einen ähnlichen Aufbau findet man z.B. bei den Blättern des Gummibaumes.
Ganz anders die Blattunterseite. Hier sind die Epidermiszellen kleiner aber ein großer Anteil zeigt eine deutliche Ausstülpung (Bild 7). Dies ähnelt dem Aufbau der Epidermis bei der Frucht der Banane. Hier wird sich vermutlich morgendlicher Tau besonders gut niederschlagen und dann das Blatt hinab zu Boden rinnen, um von der Pflanze aufgenommen zu werden.
Im Bau der Epidermis der Blattober- und Unterseite zeigt sich meines Erachtens auch eine Anpassung an eher trockene, helle Standorte.

Und dann ist da noch die Leitbündelscheide um die Leitbündel, die im ersten Moment an eine C4 oder CAM-Pflanze denken lässt. Allerdings fehlen in den Zellen der Scheide die Chloroplasten, die dort in diesem Falle vorhanden sein müssten. Hier danke ich Detlef für die Diskussion und den entscheidenden Tipp.

Alles deutet auf eine Trockenpflanze hin. Dumm nur, dass sich Bodos Ziergras mit nassen Füßen - uups Wurzeln - am Gartenteich pudelwohl fühlt.
Was nun?

Die Blattform und die zunächst gemachte Annahme eines C4 oder CAM Stoffwechsels haben mich in Richtung Segge schauen lassen. Das dreifach gefaltete Blatt (m-Form) ist bei den unterschiedlichen Seggenarten recht häufig anzutreffen und die sehr variable Gattung aus der Familie der Sauergräser (Cyperaceae) beheimatet viele Arten, die tatsächlich einen C4-Stoffwechsel haben.
Das Netz bietet da einiges an Anschauungsmaterial, so zum Beispiel auf den Seiten von Guenther Blaich.
Aber eine Bestimmung ist da nicht drin.

Weiter geht es im nächsten Posting, sonst wirds zu groß.  ;D

Herzliche Grüße
Jörg
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Fahrenheit

#1
Liebe Pflanzenfreunde,

das ganze soll ja nun kein Rätsel werden, deswegen geht es jetzt weiter.  ;)

Wie so oft hilft manchmal der Zufall. Beim Besuch im örtlichen Pflanzenhandel viel mir ein Töpfchen mit einer arg gestutzten Segge in die Hände. Es war das Scheinzypergras (Scheinzypergras-Segge) Carex pseudocyperus. Die Schnittkanten der Blätter waren auch nahezu m-förmig - gesehen, gekauft, geschnitten und:

Bild 8: Hier wieder die Übersicht in der Makroaufnahme

Auf den ersten Blick sehr vielversprechend, aber recht groß.

Bild 9: Hier die "Landkarte" für die Schnitte von Carex pseudocyperus


Und nun die Details soweit möglich in gleicher Reihenfolge wie im Ausgangsbeitrag.

Bild 10a/b/c: Der Mittelnerv, Bild 10a ungefärbt und frisch, Bild 10c mit Beschriftung. Vergrößerung 200x, Stapel aus 21 bzw. 12 Bildern, vergleiche Bild 3
Links ist unten, siehe Bild 9 zur Orientierung.



Schon der erste Blick auf die Schnitte macht die Hoffnung zu Nichte, per Zufall das Ziergras enttarnt zu haben.
Die Beschriftung ist wieder analog zu Bild 3b, neu sind:
La:  Lakune
IG:  Interzellulargang
Der Schnitt zeigt viele Ähnlichkeiten zu dem des unbekannten Ziergrases aber es gibt auch Unterschiede.
Neben der Größe des Blattes fallen insbesondere die nur ansatzweise vorhandenen bulliformen Zellen und die großen Lakunen (Lufträume) im Querschnitt auf.

Bild 11: Eine der beiden Nerven an den Bögen des hier etwas deformierten "M", Vergrößerung 200x, Stapel aus 10 Bildern. Vergleiche Bild 4
Links ist oben, siehe Bild 9 zur Orientierung.

Auch hier gibt es sklerenchymatische Verstärkungen zur Stabilisierung aber das ganze wirkt lange nicht so massiv wie beim Ziergras aus dem Eingangsbeitrag.

Bild 12a/b: Detailaufnahme des Blattquerschnitts auf der Höhe zweier Lakunen, Bild 12a ungefärbt, Vergrößerung 200x, Stapel aus 18 Bildern. Vergleiche Bild 5


Auch hier sind die Unterschiede deutlich aus zu machen. Besonders auffällig wieder die großen Lakunen links und rechts des Leitbündelsteges und darüber hinaus auch das oft nur eine Zelllage dicke Assimilationsparenchym. Die Größenunterschiede zwischen den Epidermiszellen der Blattober- und Unterseite sind vorhanden, aber es fehlen die Zellen mit den Ausstülpungen auf der Blattunterseite.

Bild 13a/b: Ein Steg zwischen zwei Lakunen, Bild 13b mit Beschriftung, Vergrößerung 200x, Stapel aus 12 Bildern. Vergleiche Bild 5


Beschriftung analog zu den Bildern 3b und 5b, neu ist:
QLB: Querleitbündel
Typisch für das Pseudocypergras sind die Aerenchymstege, die die einzelnen Lakunen im Abstand von etwa einem Millimeter trennen. Sie bestehen aus vielarmigen Sternzellen, die allerdings einen deutlich massiveren Zellkörper haben als z.B. die Sternzellen im Aerenchym der Binse, zu denen es hier im Forum viele Beispiele gibt. Eingebettet in diese Sternzellen findet sich ein quer verlaufendes Leitbündel, dass die beiden benachbarten längs verlaufenden Bündel verbindet.
Im Vergleich zwischen den Bildern 5, 12 und 13 wird spätestens klar, dass wir es mit einer anderen Art zu tun haben.

Bild 14: Der Blattrand, Vergrößerung 400x, Stapel aus 11 Bildern. Vergleiche Bild 6

Der etwas verunglückte Schnitt zeiht hier, dass es am Blattrand sehr wohl einige Reihen Epidermiszellen mit Ausstülpungen gibt.

Bild 15a/b: Ein Stoma, Bild 15b mit Beschriftung; Vergrößerung wieder 1000x, Stapel aus 18 Bildern. Vergleiche Bild 7


Die Beschriftung ist analog zu Bild 7. Auffällig hier sind die Cuticularhörnchen der Schließzellen an der Außenseite des Spalts (cuH). Diese finden sich beim unbekannten Ziergras nicht.
Die Schließzellen sind hier ca. 8 auf 11 µm groß.

Die Präparation der Proben ist auf gleiche Weise erfolgt, wie bei dem vorangegangenen Material. Eine Ausnahme bildet der Schnitt: ich habe das gefaltete Blatt mit dem Zylindermikrotom und Leica Einmalklingen im SHK-Halter etwa 50 µm dick frisch geschnitten. Dabei kam eine Möhreneinbettung zum Einsatz. Anschließend habe ich in AFE fixiert, nicht ohne vorher die Bilder 10a und 12a aufzunehmen.

Die Scheinzypergras-Segge (Carex pseudocyperus) aus der Familie der Cyperaceae ist nun eine ausgemachte Feuchtigkeitsliebhaberin. Und das, obwohl wir auch hier einige Elemente finden, die man eher Pflanzen mit Trockenheitsanpassung zuschreiben würde. Am auffälligsten sind da vielleicht die beiden Cuticularhörnchen an den Schließzellen, die einen stomatären Vorhof bilden, was normalerweise die Verdunstung durch die Blattspalte herab setzt.

Noch ein bisschen mehr zu dieser Pflanze:

Die Scheinzypergras-Segge ist eine immergrüne, mehrjährige, krautige monokotyle Pflanze, die Wuchshöhen von etwa 40 bis 100 cm erreicht. Die auffallend gelbgrün gefärbte nicht behaarte Seggenart bildet keine Ausläufer und kommt in lockeren Horsten vor. Ihre Stängel sind unten scharf dreikantig und sie besitzt 5 bis 15 mm breite doppelt gefaltete Laubblätter, deren basale Blattscheiden hellbraun gefärbt und teilweise purpurrot überlaufen sind. Durch Quernerven erscheint das Blatt häufig gitternervig und nicht (wie sonst bei Seggen die Regel) fasernetzartig.

Bild 16: Ein Blick auf die angeschnittenen Blätter der Pflanze aus dem Gartenmarkt


Die Hüllblätter des Blütenstandes sind sehr lang, so kann das unterste Hüllblatt eine Länge von bis zu 50 cm erreichen. Der Blütenstand selbst ist etwa 5 bis 12 cm lang und besteht aus nur einer, selten zwei männlichen Ähren an der Spitze und drei bis sechs dicht beieinander stehenden weiblichen Ähren, die meist lang gestielt und weit überhängend sind. Die Spelzen der weiblichen Blüten laufen in eine lange, deutlich gesägte Granne aus und sind meist nur in der oberen Stängelhälfte zu finden. Sie werden 7 bis 10 mal so lang wie breit. Die unterste weibliche Ähre ist häufig etwas abgesetzt.
Die Blüten werden vom Wind bestäubt und die schwimmfähigen Samen meist durch das Wasser ausgebreitet. Die Segge vermehrt sich jedoch auch vegetativ mit Hilfe ihres Rhizoms.

Bild 17: Eine Scheinzypergras-Segge mit Blütenstand

Am Ende des Blütenstandes sind die bräunlichen männlichen Ähren zu erkennen. Aufnahme von H. Zell unter GFDL.

Die Scheinzypergras-Segge blüht im Juni und Juli an sehr feuchten teils überfluteten Großseggenrieden, in Röhrichtgesellschaften und im Verlandungsbereich stehender oder selten langsam fließender Gewässer. Hin und wieder ist sie auch an Rändern von Erlenbruchwäldern zu finden. Sie ist in ganz Deutschland häufig, nur in den Alpenregionen kommt sie seltener vor. Zudem kann man sie im übrigen Europa, im nördlichen Asien und Teilen des östlichen Amerikas finden.

Bild 18: Eine schöne Illustration gehört wie immer dazu

Aus aus Flora Batava of Afbeelding en Beschrijving van Nederlandsche Gewassen; Janus Kops, 1849. Bereitgestellt von www.biolib.de (Kurt Stüber, GFDL, 2007).

Fazit:

Die Unterschiede in der Blattanatomie machen natürlich sofort deutlich, dass es sich um zwei unterschiedliche Pflanzen handelt. Anhand der vorgefundenen Gemeinsamkeiten gehe ich jedoch davon aus, dass es sich bei Bodos Ziergras auch um eine Art aus der Gattung der Seggen handelt.
Ob ich da richtig liege, wird das nun hoffentlich wärmer werdende Wetter an den Tag bringen: nämlich, wenn das Gras an Bodos Teich wächst und in Blüte steht, dann sollte eine einwandfreie Bestimmung möglich sein.

Ich hoffe, die hier dargestellte Reise durch die Welt der Seggen war kurzweilig genug, dass möglichst viele bis zum Schlusswort durchhalten - auch wenn sie noch nicht wirklich beendet ist. ;-)

Wie immer sind Anregungen und Kritik willkommen und ich würde mich sehr freuen, wenn sich im Rahmen dieses Threads auch Bilder von Blattquerschnitten anderer Seggenarten einfinden.

Allen herzliche Grüße
Jörg
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Hans-Jürgen Koch

#2
Lieber Jörg,

ich bin begeistert. Ich kann mir sehr gut vorstellen, wie schwierig es ist den Schnitt exakt auf dem Objektträger zu platzieren, ohne ihn zu verdrehen.
Gratulation.
Eigene Bilder von Seggenarten habe ich leider nicht, aber drei Bilder von Herrn Bernard Boher möchte ich zeigen:

Hänge-Segge (Carex pendula)  Blatt, Stängel







Gruß
Hans-Jürgen

Edit Fahrenheit 02.11.2013: Habe mir erlaubt, die Bilder wieder herzustellen.  :)
Plants are the true rulers - Pflanzen sind die wahren Herrscher.

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Gerne per "Du"

Rolf-Dieter Müller

Zitat von: Fahrenheit in April 12, 2013, 20:52:02 NACHMITTAGS
...
Ich hoffe, die hier dargestellte Reise durch die Welt der Seggen war kurzweilig genug, ...

Aber sicher doch, Jörg. Das ist mal wieder ganz großes Kino was Du da zeigst.

Besonders gefällt mir Deine "Landkarte" zur Orientierung und selbstverständlich wie immer die Gegenüberstellung von nativem zu gefärbtem Schnitt.

Viele Grüße
Rolf-Dieter

frfmfrfm

Thanks Jörg for the study of the Lower sedges - Carex pseudocyperus.
I am your follower.
Greetings from Spain.

Fahrenheit

#5
Liebe Freunde,

herzlichen Dank für Euer großes Lob!

Lieber Hans-Jürgen,

Dir auch vielen Dank für die Bilder der Hänge-Segge von Bernard. Ich kenne niemanden, der die Etzold-Grün Färbung so virtuos beherrscht hat, wie er.
Die Segge passt sehr schön hier her, zumal sie auch echte m-förmige Blätter hat. Außerdem zeigen die Bilder einen Stängel mit Hüllblatt, den wir wegen der Jahreszeit frisch noch nicht am Start haben.
Wer weiß? Vielleicht ist sie ja sogar unsere gesuchte Pflanze?

Das Aufbringen der Schnitte ist übrigens gar nicht so schwer. Ich nutze dazu einen Schnittfänger und einen nicht zu weichen Pinsel. Wichtig ist, dass sie nicht austrocknen, da sie sich sonst komplett verziehen und unbrauchbar werden. Also immer ein wenig Isopropanol mit auf den OT nehmen, was beim Schnittfänger einfach wegen der recht großen Fläche der Kelle kein Problem ist und dann im rechten Moment das Euparal auftropfen.
Zu nass dürfen die Schnitte nämlich auch nicht sein, sonst ist der Schwund beim Trocknen zu groß und es ziehen sich Luftblasen unter das Deckglas.

Bild 22: Schnittfänger aus Edelstahl und Pinsel


Lieber Rolf-Dieter,

die Landkarten sind ganz einfach mit der Windows-Dreingabe Paint erstellt. Man kopiert die verkleinerten Bilder in das Hauptbild und schiebt sie an die passenden Stellen. Kreise und Linien sind dann schnell gemalt. Besonders bei Präparaten mit vielen unterschiedlichen Geweben oder bei der Aufnahme kleinster Details bieten Sie in meinen Augen eine gute Orientierung.  

Dear Francisco,

thank You for Your great commendation!

Best regards!


Allen herzliche Grüße
Jörg
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David 15

Lieber Jörg,

Sehr schöne Doku hast Du mal wieder erstellt. Ich habe ebenfalls diese Schnitte, da Bodo und Ich sie damals gemeinsam geschnitten haben ;)

Was mir an deinen Schnitten auffält ist der sehr kräftige Rotton. Hast du die Schnitte differenziert ? Die Schnitte die ich gefärbt habe sind deutlich differenzierter. Aber auch erst nach einer Spezial-Behandlung ;)

Vielleicht schaffe ich es heute noch ein Bild nachzureichen.

Viele Grüße
David
''Wir leben in einem gefährlichen Zeitalter. Der Mensch beherrscht die Natur, bevor er gelernt hat, sich selbst zu beherrschen.'' ( Albert Schweitzer)

Vorstellung: ''Hier''

rekuwi

Lieber Jörg,

mit großer Bewunderung für Deine Geduld solche schwierige Schnitte zu "bearbeiten" kann ich nur sagen: Hut ab. Bin begeistert.
Solche Blätter zu schneiden hätte ich nicht den Mumm.

Beeindruckte Grüße
Regi

David 15

#8
Lieber Jörg,

Hier mal ein schnelles Bild von meinem Schnitt. Ich hoffe, dass Dich das Foto in deinem tollen Theard nicht stört. Wenn doch, lösche ich es gleich.



Mittels Differenzierung bin ich auf dieses Ergebniss gekommen. Dadurch ist der Schnitt nicht so überfärbt.

Viele Grüße
David
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Rawfoto

Hallo David

Das mit dem Rot liegt eher an der Übersättigung bei den digitalen Daten, ich hab es mir gerade am standardisierten Norm-Ausgabeplatz angesehen. Das sind Schwächen des Sensors die im Zuge der Bildbearbeitung verstärkt wurden (Kontrast oder/uns Sättigung). Man kann das gut im Photoshop nachmessen (Info) und Pipette ...

Hallo Jörg

Da ist Dir ein Kunststück gelungen ...

Liebe Grüße

Gerhard
Gerhard
http://www.naturfoto-zimmert.at

Rückmeldung sind willkommen, ich bin jederzeit an Weiterentwicklung interessiert, Vorschläge zur Verbesserungen und Varianten meiner eingestellten Bilder sind daher keinerlei Problem für mich ...

Fahrenheit

#10
Liebe Freunde,

auch Euch herzlichen Dank für Euer Lob! Es freut mich, dass Euch die Geschichte gefallen hat und Ihr ihr bis zum Ende gefolgt seid.  ;)

Liebe Regi,

Dein Lob trifft mich nur zur Hälfte: nur die Schnitte vom Scheinzypergras sind von mir (Zylindermikrotom, 50 µm, Möhreneinbettung). Die von der noch unbekannten Segge hat Bodo Braunstorfinger (unser "Bolido" hier im Forum) gemacht. Sie stammen vom Schlittenmikrotom und sind 30 µm dick.

Ich dachte zunächst, die unbekannte Segge zufällig gefunden zu haben und habe ein paar schnelle Schnitte von der gekauften Scheinzypergras-Segge gemacht. Dazu habe ich mir ein Stück Möhre zurecht geschnitten, mit einem Spießchen ein Loch hindurchgestoßen, damit der Druck nicht zu groß wird, dann das ganze auf Höhe des Loches der länge nach halbiert und das Grasblatt an seinen natürlichen "Falzen" zusammengelegt (ein vierschichtiges "Sandwich") und eingelegt. Das ganze kam dann zum Schneiden in die Klemme des Mikrotoms.
Das war kein großes Ding. Mann muss nur darauf achten, dass das Schnittgut möglichst senkrecht zur Tellerkante des Mikrotoms liegt. Gut, bei dieser Methode flattern die Kanten ein wenig, was man den Schnitten, insbesondere an den Blattkanten, auch ansieht. Um das zu vermeiden, wären ein paar Experimente mit der Lochgröße nötig gewesen - es ist aber ggf. auch nur durch Einbettung möglich.

Lieber David,

erst einmal Danke für Dein Bild! Ich nehme an, Du hast mit Salzsäure-Alkohol differenziert? Die Gegenüberstellung finde ich klasse und ich würde mich sehr freuen, wenn Du versuchen könntest, ähnliche Ausschnitte wie in meinen Bildern aus Deinen Präparaten zu fotografieren. Wenn Du magst, stelle ich die dann in einem Einzelbild gegenüber, so dass man die differenzierte und undifferenzierte Variante einmal direkt vergleichen kann.

Lieber Gerhard,

Deine Interpretation trifft zur Hälfte. Die von mir verwendete Canon Powerschot A520 hat ein Problem mit Rottönen, die nicht so schön differenziert werden. Ganz feine Strukturen verschwimmen dann, wie z.B. schön an den Sklerenchymen sehen kann. Beim Stacken gehen dann - besonders, wenn die Zellen nicht ganz senkrecht zur Schnittebene liegen - noch mehr Details verloren und die Bereiche werden etwas "schmierig".
Von Kontrast und Sättigung lasse ich die Finger. Es reicht schon, dass die Kamera selbst beim erstellen der jpegs die Bilder "optimiert".  ;)
Ich normiere die Aufnahmen nach dem Stacken, um den Tonwertumfang optimal zu nutzen und schärfe nach dem Verkleinern etwas nach. Wenn es jemanden interessiert, den Workflow habe ich für das Treffen in Hagen mal beschrieben, er findet sich auf der MKB-Seite: http://www.mikroskopie-bonn.de/downloads/index.html#a63 (Der vierte von oben: "Mit einfachen Mitteln zum Ziel").

Die andere Hälfte geht an David: ich differenziere zumindest beim ersten Färben nicht nach, um aufgrund des einheitlichen Präparationsprozesses auch vergleichende Aussagen machen zu können. Das sieht man hier (und noch besser am Präparat selbst) am besten an den Assimilationsparenchymen. Das Rot in den Schnitten der unbekannten Segge tatsächlich so vorhanden. Die hier sichtbaren Zellinhalte haben also eine etwas anderen Konsistenz. Andererseits: das ist hier ein dünnes Brett, denn Bodos Schnitte lagen transportbedingt länger in Ethanol und meine darunter sind frisch geschnitten und nach AFE Schnittfixierung sofort gefärbt worden.
Der oben angeregte Vergleich mit David's differenzierten Präparaten aus der gleichen Schnittserie würde da m.E. eine bessere Aussage liefern.

Allen herzliche Grüße
Jörg
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David 15

#11
Lieber Jörg,

Danke für Deine Einschätzung. Ich habe mich bei meiner Aussage ja auf die ersten Schnitte bezogen ( die von Bodo ). Diese haben das Rot nämlich deutlich kräftiger aufgenommen als die Schnitte die du gemacht hast. Ich werde heute mal versuchen einen ähnlichen Ausschnitt zu fotografieren. Was die Differenzierung angeht bekommst du gleich eine PN  ;)

Ich habe mich über Gerhards Aussage ein bisschen gewundert. Er hat zwar recht,dass die Canon ein Problem mit Rottönen hat. Ich habe sie ja schließlich selbst. Das rechtfertigt aber nicht,dass das Bild bzw. der Schnitt so rot ist. Womöglich erscheint der Schnitt hier stärker gefärbt als er eigentlich ist. Das spielt aber so gesehen keine Rolle. Der Rotton überschattet nämlich den ganzen Schnitt, auch die Stellen wo das Rot eigentlich nichts verloren hätte.

Viele Grüße
David
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Fahrenheit

#12
Lieber David,

die besten Beispiele hier sind sicher die Bilder 5 (Bodos Schnitt) und 10b (mein Schnitt).

In der 5 sieht man m.E., dass die Farben an sich schön differenziert sind, die Zellinhalte der Assimilationsparenchymzellen jedoch kräftig rot gefärbt sind. Der Farbton lässt darauf schließen, dass sie sowohl das Alciangrün als auch - zu überwiegendem Teil - das Acridinrot der W3Asim II Färbung angenommen haben. Durchs Okular (bei den Bildern schlagen Kamera und Stacking wie oben beschrieben zu ...) sind deutlich mehr Details und blasige Strukturen zu erkennen, die ich als Reste der Chloroplasten interpretiere vermischt mit den fixierten Resten des Zellplasmas. Die Zellwände sind hingegen, wie zu erwarten grün, da unverholzt.
Die Zellinhalte sind aber genau die Bestandteile, die im Deinem Bild durch die Differenzierung zum überwiegenden Teil den grünen Farbstoff gehalten haben, während das Acridinrot ausgezogen wurde. Deswegen ist der direkte Vergleich für mich - und ich hoffe auch für die Mitleser, so interessant.

Momentan überlege ich, warum es in manchen Präparaten dazu kommt, dass genau die Zellinhalte des Assimilationsparenchyms diese Reaktion zeigen. Gibt es hier ein physiologische Grundlage oder haben wir es mit einem Präparationsartefakt z.B. durch die Lagerung in Ethanol zu tun? Bodo hat mir ja schon weitere Schnitte aus seiner nächsten, in PEG eingebetteten Probe versprochen, da werde ich mal ein wenig rumexperimentieren.  :D

Anders hingegen das Bild 10b. Der Schnitt ist 20 µm dicker und nicht ganz senkrecht zur Wuchsrichtung getroffen. Die Aufnahmen habe ich mit einem Leica PlanApo 20x mit N.A. 0,60 gemacht, das eine für diese Vergrößerung recht geringe Schärfentiefe aufweist. Allerdings scheinen die darunter liegenden Zellschichten noch etwas durch, was besonders am Übergang zwischen sklerenchymatischem Gewebe und z.B. den Assimilationsparenchymen zu leichten roten "Fahnen" führt.
Aber besonders in der Nähe der massiven Sklerenchyme nahe des Leitbündels tauchen die umliegenden Zellen des Assymilationsparenchyms ins Rötliche ab. Weiter weg, z.B. auf der Blattunterseite auf Höhe der Lakune erscheinen sie eher gelblich, fast beige. Da passt Deine Aussage zum "Überschatten"

Mein Fazit: wenn mir etwas klarer ist, unter welchen Bedingungen das Acridinrot bei der Simultanfärbung überfärbt, werde ich wohl oder Übel an den Färbezeiten arbeiten (zur Zeit 7 Minuten ohne Erhitzen) oder über eine möglichst standardisierte Differenzierung nachdenken müssen. Von daher freue ich mich auf Deine PN.  :)

Herzliche Grüße
Jörg
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liftboy

Hallo Jörg,

auch mir liegen die Schnitte von Bodo vor und ich bin halb verzweifelt!
Klar doch, Schnittfänger hab ich diverse, man muss nur drauf kommen!
Hast Du die Schnitte aufschwimmen lassen oder in welcher Art? Die Biester drehen sich wie Schrauben :-)

Liebe Grüße
Wolfgang
http://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=785.msg3654#msg3654
LOMO-Service
Das Erstaunen bleibt unverändert- nur unser Mut wächst, das Erstaunliche zu verstehen.
Niels Bohr

Fahrenheit

Lieber Wolfgang,

ich bugsiere die Schnitte mit dem Pinsel in der richtigen Lage auf den eingetauchten Schnittfänger, nehme diesen dann heraus (ich präpariere im Uhrglas mit maximal 1,5 ml Reagenz) und streife den Schnitt vorsichtig auf den OT ab. Dabei muss man aufpassen, dass genügend Isopropanol mit kommt, damit der Schnitt während des Hantierens mit dem Euparal-Tropfstab nicht austrocknet. Dann ist's vorbei.

Im Uhrglas ist der Flüssigkeitsstand übrigens für komplette Drehungen nicht hoch genug. Ein Problem weniger.

Hast Du Bilder von Deinen Präparaten? Ich würde mich freuen, wenn Du sie hier einstellst.

Herzliche Grüße
Jörg
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