blitzschnelle tierchen fotografieren + 7.aktualisierung

Begonnen von güntherdorn, Mai 21, 2018, 21:56:14 NACHMITTAGS

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güntherdorn

blitzschnelle tierchen fotografieren.

wenn ein 15µ-tier 180µ in der sekunde zurücklegt, was tun?
das wären übrigens 21m/sek. beim menschen.

da man ihnen bei hoher vergrösserung niemals folgen kann, muss mit niedriger
vergrösserung fotografiert und dann zb. nur 1/10, oder sogar weniger, fläche ausgeschnitten werden
(dann mit pixel). letzteres bereits bei tieren <30µ.
meist geht´s auch um die deutliche darstellung der wimpern, geisseln, flagellen und zirren.

dieses problem haben die DSRL-kameras die blitzen, wie auch die okular-kameras ohne blitz.
letztere verstärken bzw. erhöhen die empfindlichkeit um 3-8x, was zu deutlichen pixeln führt.
die "blitzer" gehen auf mittlere vergrösserungen mit 50-100 auslösungen, für 1 zufalls-treffer,
brauchen dann aber auch leichte ausschnitte. manche quetschen die tiere. wenn die grösser sind,
sehen dann viele rund- oder oval-gequetscht aus.

aktualisiert: die ideen von gerd ändern aber nichts an der extremen geschwindigkeit der tiere!
gerd, mach mal ein foto eines tieres, das in 0,1 sekunde dein bildfeld verlässt!  >:(
... und dann noch in allen möglichen ebenen flitzt.
die unten von gerd aufgezählten 4 martin´schen techniken, erleichtern sicher und minimieren
eventuell von 100 auf 30 aufnahmen, glaube ich. digital ja kein problem.
ich hatte mal eine IR-sensor-lösung wo ein fallendes haar den blitz (inkl. kamera) auslöste.
das war aber im entfernungs-bereich einer normalen kleinbildkamera von ca. 30-50cm. ... sowas wär´s doch! :)

heinrich: das ändert aber leider nichts an der geschwindigkeit. ich hatte bei einer leitzahl von ca.40/100ASA nie ein problem wegen zu wenig licht.
im gegenteil, ich musste vor den blitzer (einst mit der nikon coolpix 990) immer 1-5 tranpsrent-papiere (je nach vergrösserung) anbringen.

das habe ich schon versucht, bzw. werde es versuchen:
a) kreuz´sche quetschung: bis an die lebensgrenze, grosse dann leider zu flach, tier dann unrealistisch.
    ganz kleine, mit zb. 5-10µ, schlecht quetschbar.
b1) tapetenkleister methylan (=methyl-zellulose?): einige "segnen das zeitliche" und z.t. osmotische zersetzung.
      ich hatte es event. zu wenig verdünnt. und vor allem bei phasenkontrast stark störende "wolkenbildung".
      siehe PH-foto ganz unten auf seite 2.
b2) methylhydroxyethylcellulose und methylhydroxypropylcellulose wurde 2012 hier mal als sehr gut
      bewertet! die passende verdünnung vorausgesetzt, sterben kaum tiere. meine stammlösung hat die
      konsistenz von ´warmen honig´.
      erweiterung vom 22.10.2020: 2 tage nach anrühren der konz. stammlösung ist sie klar (von alleine, dann
      ohne blasen).
      stammlösung ca. 1:1 mit plankton langsam verrühren! ergebnis: sehr gut. nur ganz wenige flagellen
      wurden nach längerer zeit abgeworfen.  nebeneffekt: viel weniger verdunstung der flüssigkeit.
      ich hab in der apotheke 26€ / 100gr. bezahlt ... das reicht für´n ganzen ozean ;). unter anderem namen
      event. auch billiger zu kaufen.  ich kürze den ellenlangen namen so ab: "MHPC".
b3) vier tapetenkleister probiert: sehr störende riesige klare "fladen" oder "würste" = völlig ungeeignet!
      ausserdem sterben viele tiere wegen der zusatzstoffe (z.b. fungizide).
c) magnesiumchlorid-lösung: sehr unterschiedliche wirkung bei verschiedenen arten.
    event. tod und abwurf von geisseln, flagellen usw...
d) erwärmung/wärmestarre: heiztisch (eher regelbarer wärmetisch bis max. 40°) nötig und nur wenige
    "halten sich dran". öfter tod u. sogar autolyse. schnelles verdunsten. vorherige, separate OT-erwärmung,
    neben dem mikroskop, hält nicht lange.
e) ein bekannter ist raucher und hatte es mit freiem tropfen (ohne DG) und rauch-hinpusten
   versucht. erstmal trübe oberfläche und reihenweise tote, die an die oberfläche müssen.
   "sternstaub" hat nikotin eingebracht. taback in wasser einweichen und diese flüssigkeit
   dann ins plankton einbringen. ich werd´s versuchen.... ergebniss in eigenem eintrag hier unten lesen....
f) verschiedenste chem. substanzen in hoher verdünnung: autolyse, noch schnelleres "im kreis drehen",
    osmotisches platzen uvm...
g) avi-filmen und anschliessendes zusammensetzten wie in der astronomie geht, alleine
    wegen der form-veränderung und rotation der tiere in bewegung, nicht.
h) ein ganz schlauer, hatte vor 60 jahren mal geringe spannung direkt ins plankton mit leichter
    physiolog.salz-lösung eingeleitet. angeblich ab bestimmten wert nur tote, keine verlangsamung.
i) quittenschleim fehlt lt. martin ("hebi19"), richtig. aber quitten gibts bei mir am bodensee nicht immer.
   müsst ich mal in verschiedenen konzentrationen probieren. hat einer sowas z.b. in pulverform?
   das könnte ein favorit werden. aufbereitung und aufbewahrung (event. des pulvers) noch unklar.
j) von jürgen kommt in der liste noch CO2 dazu. nur noch technik der mini-portionierung ungeklärt.
k) peter: gelatine warm auflösen und anschliessend kalt ins plankton z.b. 1:10 tropfen ... ob das klappt?
l) kurt bringt hier pantocain oder tetracain als weiteres dazu. bezugsquelle?
m) als nächstes wird "urin" genannt. na ja....wer´s versuchen will, melde sich (auch anonym).
n) das von michael/mikromicha eingebrachte "mais-feld-labyrtinth für pantoffeltiere" ist für die grösseren
    tiere sicher interessant. bei echten flitzern wie z.b. der kreiseldose aber reichts nicht. bei dieser kommen
    zur eigen-rotation noch die sprunghaften positionswechsel dazu. vaseline-schlieren sind dann ein fall
    für photoshop.
o) "brauer" hat interessante infos bezüglich glyzerin. aktuell 1:1-1:100 getestet: C=rund+tot bei cirren
     diese zuerst starr, dann autolyse, RT=tönnchen+event.tot, N= langsamer qualvoller tod, A= starr+tot,
     FL=je kleiner desto widerstands-fähiger und beweglich (Körper10-20µ) leben bei 1:50 noch.
p) "heiko ressin": "MS222" (betäubungsmittel für fische) wär eventuell auch noch zu testen.... hat´s einer
      von euch probiert?
qu) die lichtfixierung von "paramecium" thilo ist eine interessante sache.
      siehe genauen text v.thilo: https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=31708.0
      meine bedenken liegen...
      qu1. bei meinen augen, die im schlimmsten fall geschädigt werden könnten (z.b. b.fehlbedienung)
      qu2. bei der 1/2 stündigen "begleitung" eines
             tieres im mikro. diess führt dann eventuell. zum fingerkrampf. wie in der astronomie müsste man
             hierbei ein "mikro-guiding (autom. nachführung) einführen. geht aber nicht.   und...
      qu3. und wer kann mit 1000x einem 10µ-tier mit einem sehfeld von 0,2mm dauernd nachflitzen?
             ich kann´s sicher nicht.
             trotzdem könnte es thilo irgendiwe hinbekommen.
r) von thilo: natriumsodium-carboxymethylcellulose in 1-2%iger lösung hinzugefügt. ergebnis unbekannt.
                  bei thilo nachfragen.
s) von päule heck: 1-2 tropfen 80%igen alkohol unterm DG durchziehen....
                            ob das ausser schwips nicht zu schrumpfung und tötung führt?
t) agar-agar: bleibt "steinig" und nach mässigem erhitzen zwar aufgelöst, doch waren alle tiere tot
                   (auch aufgelöst).

würde mich freuen, wenn eine/r eine praktikable lösung hätte,
...... bzw. sich mal einen punkt konkret in verschied. konzentationen "vornimmt".

hinzufügung v. 9.6.2018:
ich verwende die abkürzungen an aufklebern der planktongläsern.

abkürzungen für plankton-suche:
(nur beispiele)
A=amöbe (nackt-amöben)
AL= algen+fadenalgen (ohne D+JA)
B=bakterien
BA= blaualgen/cyanobakterien
BT= bärtierchen
C= ciliaten, cirren-tierchen
D= diatomeen
DIN= dinoflagellaten
EI= eier+eihüllen
EU= euglena
FAS= fasern/haare
FL= flagellaten (1-2 flagellen)
GA= goldalgen
GL= glockentierchen
GT= gefäss-teile (nicht dentritus!)
HY= pilzhyphen/pilzteile
IN= insekten/-teile
JA= jochalgen
MIN = mineralien+steinchen
MK= muschelkrebs
N= nematode
P= pollen
PT= pantoffeltierchen
RU= ruderfusskrebs
RT= rädertierchen
SA= schalenamöbe+gehäuse
ST= strahlen- u. sonnentierchen
SW= strudelwürmer
WA= wasserflöhe
ZA= zieralgen

günther / güntherdorn

- gerne per du -
günther dorn
http://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=444.0
www.mikroskopie-gruppe-bodensee.de
gildus-d@gmx.de

hebi19

#1
Hallo Günther

In Deiner Aufzählung fehlt der Quittenschleim....

Martin

Edit:  und natürlich fehlt das BLITZGERÄT...."friert" die Bewegungen ein
Grüße von
Martin alias hebi19

Motic BA-300, div Lomo, Stereo-Mikroskop noname

limno

#2
Hallo Günther,

wie gerne würde ich Dir helfen, aber gerade vorgestern hat meine gebrauchte Canon EOS 5D Mark II denn Geist augenscheinlich aufgegeben. Rien ne va plus! Ob ich die nochmal hinkriege???

Ich war halt noch voll beim Experimentieren, weshalb ich konkret noch keine Bilder vorweisen kann, aber was auch immer an bewegungshemmenden Mitteln vorgeschlagen wird, das "Einfrieren" durch extrem kurze Blitzzeiten bleibt die Methode der  Wahl.Meinen Speedlite von Canon habe ich durch das Neewer NW-565 EX Blitzgerät Test hier ersetzt. von diesem habe ich die Frontscheiben entfernt, so dass ich das Blitzlicht konzentrieren kann(ich habe einen "Stahlschmidt"- Blitzwürfel). ich weiß nicht , ob Du weißt , wie er konstruiert ist,  siehe deshalb hier, besonders das kleine Bild.In dem Alutubus steckt die Sammellinse.

Mein Plan ist, das Blitzlicht so zentral auf diese Sammellinse zu fokussieren, dass sogar Dunkelfeldfotografie damit möglich wäre.  Ich habe mit starker Alufolie (Servierschalen aus der Gastronomie) trichterförmige Röhrchen gebastelt und durch diese den (32mm im Durchmesser)Tubus mit dem Blitzrefleflektor verbunden. Es mir 2mal geglückt ein blitzhelles, d.h. stark überbelichtetes, aber homogenes Bild (ISO 50 bei 1/16600s Blitzzeit zu erhalten, aber diese Laienbastelei ist doch zu windig um reproduzierbar zu sein. Vor längerer Zeit habe ich Adalbert  eine PN geschrieben, er schlug Lupen aus der Elektronik als Fokussiermittel vor.
Vielleicht hast Du als Profi einen Geistesblitz! 8)
Laiengrüße von

Heinrich

War zwar als PN an Günther gedacht, aber große, hilfreiche  Geister gibt's auch hier zuhauf!

Schönen dank im Voraus!
So blickt man klar, wie selten nur,
Ins innre Walten der Natur.

plaenerdd

Hallo Günther,
warst Du nicht auch auf der letzten Kornrade und hast Martin Kreutz' Vortrag gelauscht? Die Zauberworte lauten
-Fokuslock (Vorauswahl der Schärfeneben, um beim Objektivwechsel vom Sucherobjektiv zur Immersion schnell zu sein) - das hat nicht jedes Mikroskop, aber vielleicht lässt sich auch ein voreinstellbarer Anschlag basteln.
-Trinotubus mit Strahlenteiler (um nicht umschalten zu müssen)
-geköhlerter Blitz (mit TTL-Steuerung) mit geköhlertem Pilotlicht (zu erreichen mit Mehrfachkollektor)
-Fußschlter zum Auslösen
-Erfahrung in der Bewegungsbeurteilung, um abschätzem zu können, wo das Objekt der Begierde ist, wenn man das Foto-Objektiv eingeschwenkt hat
und eine hohe Frustrationsgrenze bei Fehlversuchen und im Umgang mit der trotz aller Optimierungen hohen Auschussrate. ;D
LG Gerd
Fossilien, Gesteine und Tümpeln mit
Durchlicht: Olympus VANOX mit DIC, Ph, DF und BF; etliche Zeiss-Jena-Geräte,
Auflicht: CZJ "VERTIVAL", Stemi: MBS-10, CZJ SMXX;
Inverses: Willovert mit Ph

unkenheini

Moin,ich meine irgendwo mal etwas von CO2 gelesen zu haben.Gibt es als Handliche Gasflaschengröße als CO2 Düngersystem in der Aquarienabteilungen.
Viele Grüße Jörg
Mit freundlichen Grüßen
Jörg G.

p.s. Mir ist es lieber mit Du angesprochen zu werden als mit Sie.Danke.

Jürgen Boschert

Hallo zusammen,

das mit dem Co2 kenne ich auch, war in einem Mikrokosmos-Artikel beschrieben.

Zitat... Gibt es als Handliche Gasflaschengröße als CO2 Düngersystem in der Aquarienabteilungen. ...

...oder aus einer Sprudekflasche (kein stilles Wasser  ;D); auch das war in dem Artikel beschrieben, die für unsereiner erforderlichen Mengen lassen sich daraus problemlos gewinnen.

Gruß !

JB
Beste Grüße !

JB

güntherdorn

#6
aber wie bringt man das CO2 ins plankton ?
....doch nicht etwa per soda-stream bzw. sodaclub ?

aktualisierung:
jürgen:
ich meinte unterm mikroskop, nicht im marmeladenglas gleich alle lämen  ;)
- gerne per du -
günther dorn
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Jürgen Boschert

Hallo Günther,

ganz einfach: Mit einem Schlauch ! Man kann das natürlich auf unterschiedliche Weise ausgestalten. Z.B. kann man professionell sozusagen eine Laborflasche mit Deckel und Schlauchtülle verwenden; in diese füllt man frisches Sprudelwasser ein und schließt einen Schlauch an, dessen anderes Ende in das Wasser mit dem Plankton geführt wird. Der Gasdruck im Sprudelwasser reicht für die erforderliche Menge an CO2 aus. Man kann sich auch selbst irgendetwas ähnliches mit der Sprudelflasche bauen.

Gruß !

JB
Beste Grüße !

JB

güntherdorn

hallo tümpler,

hat jemand 1-5gr. quittenschleim oder  1-5gr. klare gelatine (beides event. in pulverform) übrig?
möchte auch mal gelatine versuchen.
gestern agar-agar versucht ... bleibt "steinig" und nach mässigem erhitzen zwar aufgelöst,
waren aber alle tiere tot (auch aufgelöst).

zahl´s gerne.
günther
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günther dorn
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mikropit

Hallo Günther, Gelatine bringe ich am Sa zum Treffen mit. Wie wär's mit Haargel oder Immersionsöl?
vG Peter
mikropit

güntherdorn

#10
hallo peter:
haargel oder immersionsöl dürften den sicheren tod der tiere bedeuten :-((
mal ganz abgesehen von den (plankton-) wasser-mischbarkeit.
grüsse aus weingarten (arbeit) und von mir,
günther
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günther dorn
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Kurt Wirz

#11
Hallo Günther

Betäuben mit Pantocain oder Tetracain?
Dann Blitzen mit gedrosselter Leistung -> kürzere Abbrennzeit.

Kurt

Klaus Schloter

Hallo Günther,
für Quittenschleim ist es noch ein wenig früh,sobald die Quitten reif sind kann ich Dich mit Kernen beliefern.
Gruß
Klaus

Brauer

Halo ,

Glycerrin Lösung und envtuell runterkühlen.

Grüße Brauer

FotoHooK

Hallo Tierfotografen,

hier möchte ich auch einmal kurz, ohne besondere Kenntnisse im bereich der Mikroskopie, etwas beitragen:

Wenn die meissten Kameras nur eine Verschlusszeit von 1/250 s beim Blitzen erlauben, entspricht das nicht der Belichtungszeit. Diese kann, besonders wenn so ein Blitz mit nur geringer Leistung blitzt viel schneller sein (so in der Größenordnung 1/20000 s). dabei empfiehlt es sich, das Licht zum Betrachten möglichst dunkel zu belassen, damit auch die Blitzleistung niedriger gewählt werden kann.

Ein Testfoto ohne Blitzauslösung sollte hier mit eingeschalteter Beleuchtung am besten vollständig Schwarz sein.

Gruß
Robin