Probenpräparation für statische Bildanalyse

Begonnen von Glasperlenspiel, Februar 12, 2019, 17:08:43 NACHMITTAGS

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Glasperlenspiel

Hallo Forum,

hier kommt er nun, mein erster Post. Seit meiner Anmeldung ist leider ewas Zeit vergangen. Ich war viel mit dem vorbereiten von Vorträgen und dem Mikroskopieren beschäftigt. Nun hab ich aber ein Grundvorgehen für meine Anwendung gefunden und möchte dieses (gerne mit eurer Hilfe) optimieren.

Wie schon in der Vorstellung erklärt arbeite ich gerade an meiner Masterarbeit. Da ich das Thema an einem Institut bearbeite kann ich leider nicht auf alle Einzelheiten eingehen aber das würde hier vermutlich eh den Rahmen sprengen. So, zum Thema: ich befasse mich mit dem Einfluss der Partikelmorphologie auf das Trennverhalten gewisser Trennapparate. In diesem Sinne habe ich mir Modellpartikel aus Glas besorgt. Der Grund ist einfach: Es ist das Material, welche einigermaßen zu meiner Anwendung passt und zudem in vielen verschiedenen Formen verfügbar ist.

Um das Trennverhalten zu untersuchen muss ich diese Partikel vermessen und charakterisieren. Dabei fallen leider die Standartmethoden zu Messung der Größenverteilungen (Laserbeugung) weg, da ich mich überwiegend mit Partikeln beschäftige, welche von der Sphäre (der ultima ratio aller Annahmen in der Partikeltechnik) abweichen. Der nächst logische Schritt war dann die Analyse per Bild. Diese hat mich nun hierher geführt.

State of the Art:

ich habe fürs erste runde und plättchenförmige Glaspartikel im Größenbereich von 0- ca. 70 µm. Von diesen möchte ich ein Bild aufnehmen, auf welchem diese Partikel möglichst getrennt voneienander vorliegen, um dann ein Analyseprogramm drüberlaufen zu lassen und mir Geometrie und Formparameter der einzelnen Partikel ausgeben zu lassen. Normalerweiße geht man dabei so vor, dass man seine Partikel in ein Trägerfluid gibt ( z.B. Isoprob, Aceton etc...), das ganze auf einen Objektträger aufbringt, es verdampfen lässt und dann eben per Mikroskop Bilder davon macht. Dies führt bei meinen Partikel leider dazu, dass (vorallem bei den runden) sich Agglomerate Bilden.



Aus diesem Grund hab ich mich zurück an die 9. Klasse Biologie erinnert und das ganze mal "nass" probiert. Dabei lege ich einen normalen Objektträger auf meine Flüssigkeit (Als richtiger Objektträger dient übrigens eine polierte Siliziumscheibe).


Das funktioniert schon ganz gut:



Da ich für meine Analyse ein hohe Anzahl an Partikeln brauche führe ich ein automatisches Mapping durch. Dabei wird ein ausgewählter Bereich in mehreren Bildern aufgenommen ( z.B. 10x10 Bilder). Das Problem ist, dass meine Partikel sich dabei leicht bewegen. Die Bewegungen treten aber nicht nur durch die Bewegung des Tisches, sondern auch durch Verdunstungsvorgänge am Rand der Flüssigkeit auf. Bis jetzt habe ich versucht die Viskosität der Flüssigkeit (mit Zugabe von PEG) zu erhöhen um so die Partikelbewegungen zu verlangsamen. Das hat auch schon geklappt aber ganz perfekt ist es noch nicht.

Folgende Fragen bewegen mich nun momentan:

Gibt es vlt. schon eine Methode mit welcher solche Problemstellungen besser bewältigt werden? Hat der auf der Flüssigkeit befindliche Objektträger Einfluss auf mein Bild (vergrößert/verkleinert er die Partikel - Farbe wäre egal, am Ende brauche ich nur schwarz weiß Bilder) bzw. hat das meine Flüssigkeit (Wasser bzw. Wasser+Additiv zu Viskositätserhöhung)? Ich bin außerdem über den Begriff Immersion und Immersionsöl gestoßen, kann mir da vlt. jmd etwas empfehlen? Perfekt wäre es natürlich, wenn ich das ganze "einfrieren" könnte aber dazu habe ich bis jetzt nichts gefunden.
Aktuell arbeite ich mit dem 20x Objektiv da ich durch das relativ dicke, aufliegende Objektträgerglas nicht näher an die Probe ran kann (bei 50x) berührt das Objektiv das Glas um haaresbreite. Ich würde mir aus diesem Grund nun noch Deckgläßer in Stärke 1 besorgen um auch Bilder mit 50x und 100x aufzunehmen.

Ich hoffe ich konnte alles einigermaßen verständlich beschreiben, bei Unklarheiten einfach fragen :).


Ps.: Wie im Vorstellungsthreat schon beschrieben arbeite ich an einem Olympus MX61 mit einer XC50 Kamera.

Florian D.

Hallo,
es gibt Einbettungsmedien, die fest werden. Im einfachsten Fall Epoxykleber.
Gruss,
Florian

JB

#2
Hallo,

Wenn die Inbettungsfluessigkeit Wasser ist, kann man das Deckglas mit Nagellack (mehr Arbeit beim Entfernen) oder Vasiline umranden und damit die Verdunstung herabsetzen.

Wenn Brownsche Bewegung das Problem ist sollte man die Schichtdicke verringern (kleineres Volumen Fluessigkeit pro cm2 Deckglas).

Groessere Deckglaeser verwenden (32x22; 52x22); damit koennen die 100 Bildfelder (?) auf eine groessere Flaeche verteilt werden. Damit sind groessere Abstaende zwischen den Bildfeldern moeglich (einzelne Artikel sind dann nicht auf zwei Bildern zu sehen).

Beschichtung von Glas-Objektraegern mit positiv geladenen Polymeren (Polyethylenimin, Polylysin oder Silane). Damit kleben Glaspartikel an der Oberflaeche.

Viel Erfolg,

Jon

P.S.: Haben Sie schon mal an Durchflusscytometrie gedacht (flow cytometry)? Da gibt es nicht nur Laserbeugung, wie von Ihnen angesprochen, sondern auch Streulichtmessung (side scatter) fuer die Analyse von Oberflaechen/Granularitaet.

Lungu

Hallo Johannes,

früher als die Fotografie noch auf der Grundlage Silber beruhte wurden Emulsionen aus Silberbromid und Gelatine auf Glasplatten gegossen. Da ich praktisch nichts über Deine Aufgabe kenne, kann ich nicht beurteilen wie weit dieser Verfahren für Dich geeignet ist.

Grüße Lungu

Grüße Lungu

bernd552

Zitat von: JB in Februar 12, 2019, 17:30:43 NACHMITTAGS
Beschichtung von Glas-Objektraegern mit positiv geladenen Polymeren (Polyethylenimin, Polylysin oder Silane). Damit kleben Glaspartikel an der Oberflaeche.

Jon, hast du für PEI und Silan evtl. Links bzw.  Arbeitsanweisungen?

Danke!

LG
Bernd

Glasperlenspiel

Guten Morgen,

Danke schonmal für die vielen Antworten.

Zitat von: Florian D. in Februar 12, 2019, 17:29:16 NACHMITTAGS
Hallo,
es gibt Einbettungsmedien, die fest werden. Im einfachsten Fall Epoxykleber.
Gruss,
Florian
Wenn diese Einbettungsmedien nichts an der Qualität der Bilder ändern wäre das natürlich ein paar Tests wert. Könntest du mir da vlt. noch Alternativen zu Epoxidharz nennen?

Zitat von: JB in Februar 12, 2019, 17:30:43 NACHMITTAGS
Hallo,

Wenn die Inbettungsfluessigkeit Wasser ist, kann man das Deckglas mit Nagellack (mehr Arbeit beim Entfernen) oder Vasiline umranden und damit die Verdunstung herabsetzen.

Wenn Brownsche Bewegung das Problem ist sollte man die Schichtdicke verringern (kleineres Volumen Fluessigkeit pro cm2 Deckglas).

Groessere Deckglaeser verwenden (32x22; 52x22); damit koennen die 100 Bildfelder (?) auf eine groessere Flaeche verteilt werden. Damit sind groessere Abstaende zwischen den Bildfeldern moeglich (einzelne Artikel sind dann nicht auf zwei Bildern zu sehen).

Beschichtung von Glas-Objektraegern mit positiv geladenen Polymeren (Polyethylenimin, Polylysin oder Silane). Damit kleben Glaspartikel an der Oberflaeche.

Viel Erfolg,

Jon

P.S.: Haben Sie schon mal an Durchflusscytometrie gedacht (flow cytometry)? Da gibt es nicht nur Laserbeugung, wie von Ihnen angesprochen, sondern auch Streulichtmessung (side scatter) fuer die Analyse von Oberflaechen/Granularitaet.

Das mit dem Nagellack bzw. Vaselinen könnte auch eine gute Idee sein. Wichtig ist, dass dieses Verfahren nicht noch aufwendiger wird als es eh schon ist, es soll ja "nur" meine Messmethode werden und aktuell brauche ich für 4 bis 5 Messungen schon einen ganzen Nachmittag (das mit den 10x10 Bildern war nur ein Beispiel, die letzten Mappings enthielten 2400 Bilder mit welchen ich knapp 50.000 Partikel abbilden konnte). Größere Deckgläßer und vorallem dünnere (für 50 - 100x Vergrößerung um die kleinstmöglichen Partikel besser auflösen zu können) stehen schon auf der Liste. Die Bilder sollen übrigens am Schluss meine ganze Probe abbilden, Abstände zwischen den Bildern sind also keine Vorhanden, aber auch das ist eine Überlegeung wert.

Brownsche Bewegungen sind mir bis jetzt noch nicht aufgefallen.

Die Idee mit den Polymeren hört sich auch sehr interessant an. Ich werde zumindest versuchen mir diese Komponenten zu besorgen. Da kann ich bernd552 nur beipflichten, dass ich mich über Links oder genauere Anweisungen sehr freuen würde.

Die Möglichkeit der Durchflusscytometrie steht mir hier leider nicht zur Verfügung.

Zitat von: Lungu in Februar 12, 2019, 22:13:51 NACHMITTAGS
Hallo Johannes,

früher als die Fotografie noch auf der Grundlage Silber beruhte wurden Emulsionen aus Silberbromid und Gelatine auf Glasplatten gegossen. Da ich praktisch nichts über Deine Aufgabe kenne, kann ich nicht beurteilen wie weit dieser Verfahren für Dich geeignet ist.

Grüße Lungu



Also eigentlich ist die Aufgabe ja egal, Hauptsache ist es schöne Bilder von einer großen Anzahl vereinzelter Partikel aufnehmen zu können. Dabei sollen die Partikel gut sichtbar, und ohne Bewegung vorliegen um sie möglichst realitätsgetreu fotografieren zu können.


Zu guter letzt: Beeinflussen Deckgläßer und Trägermedium (ob Epoxidharz oder Wasser) die abgebildete Größe meiner Partikel?


Grüße

Johannes

A. Büschlen

Hallo Johannes,

du schreibst:

ZitatAktuell arbeite ich mit dem 20x Objektiv da ich durch das relativ dicke, aufliegende Objektträgerglas nicht näher an die Probe ran kann (bei 50x) berührt das Objektiv das Glas um haaresbreite. Ich würde mir aus diesem Grund nun noch Deckgläßer in Stärke 1 besorgen um auch Bilder mit 50x und 100x aufzunehmen.

Arbeitest du mit einem Auflichtmikroskop oder mit Durchlicht-Hellfeld?

Ein erster Vorschlag wäre: Dem Eindeckmittel Wasser eine Spur Benetzungsmittel beisetzen z.B. Abwaschmittel. Ein Tropfen Eindeckmittel auf den Objektträger aufbringen, Porbematerial beifügen, mit Deckglas abdecken, Eindeckmittel am Deckglasrand absaugen. Mikroskopieren im Durchlicht / Hellfeld. Zum messen am Mikroskop Okular 10x; Objektiv 40 und oder 100/Oil verwenden. Wenn dieses Verfahren am Mikroskop brauchbare Ergebnisse bringt, kannst du dann auf deine automatisch arbeitenden Geräte übergehen.

Gruss Arnold Büschlen
Schwerpunkt z.Z.:
- Laub- und Lebermoose.
- Ascomyceten als Bryoparasiten.
- Nikon Optiphot I mit HF, DIC.
- Nikon Microphot mit HF, Pol.
- Zeiss Standard Universal mit HF, Ph, Pol.
- Wild M3Z mit Ergotubus.
- Nikon SMZ-U Zoom 1:10 mit ED Plan Apo 1x.

Bob

Hallo Johannes,

ich habe Radiolarien in LOCA eingeschlossen und darüber hier im Forum berichtet. Das sollte auch für Deine Glaskügelchen geeignet sein und wird unter UV-Licht innerhalb von wenigen Minuten fest.

Für solche Versuche würde ich Dauerpräparat bevorzugen, weil man sie unverändert mit mehreren Methoden auswerten kann, auch in größeren zeitlichen Abständen.

Beschreibung: http://www.mikrohamburg.de/Programm/Protokoll_20181117.pdf

Viele Grüße,

Bob

plaenerdd

Hallo Johannis,
Da dein Objekträger eine Si-Scheibe ist, wirst Du wohl an einem Auflichtmikroskop sitzen. Die Objektive der Auflichtmikroskope sind meist nicht für Deckgläser gerechnet. Das erkennst Du an der letzten Zahl: Wenn da 0,17 steht, dann ist das die übliche Deckglasdicke. Wenn da eine "0" steht ist es für unbedeckte Objekte gerechnet. Wenn da "-" steht ist es unerheblich ob mit oder ohne DG gearbeitet wird. So ist es zumindest bei Zeiss-Jena. Andere Hersteller haben z.T. andere Gravuren.
Durch das Deckglas und auch durch das Eindeckmittel verändert sich der Abbildungsmaßstab je nach Brechzahl. Du müsstet zum Messen mit gleichwertigem Deckglas und dem gleichen Eindeckmedium das Objektmikrometer eindecken, das für Auflichtmikroskope normalerweise kein Deckglas trägt, um Deine Messwerte damit zu kalibrieren.

Das Problem der Aggregatbildung beim Eintrocknen lässt sich auf folgende Weise lösen: Der Objekträger darf nach dem Aufbringen des Suspersionstropfen nicht mehr bewegt werden, darf keinen Schwingungen ausgesetzt sein und muss langsam ohne übermäßiges Erwärmen eingetrocknet werden. In der Praxis deckt man eine Petrischale als Staubschutz darüber, unter deren Rand man Abstandshalter gelgt hat, so dass die Flüssigkeit langsam verdunsten kann. Meist sind es die Konvektionsbewegungen der erwärmten Flüssigkeit, die die Partikel zusammbringen. Deshalb ist z.B. Wasser besser geeignet als die leicht flüchtigen hochvoskosen Flüssigkeiten. Da ist mehr Bewegung drin. Es gibt auch Trennmittel ( Natriumpyrophosphat (syn. NaDiphosphat)), die dafür sorgen, dass die Teilchen sich abstoßen und sich so gleichmäßiger verteilen. Das Problem ist allen bekannt, die Kieselalgen als Streupräparate eindecken. Beschrieben z.B. hier Antwort 24

Austrocknungsschutz eines Deckglases mit Vaseline geht ganz schnell und einfach: Du verreibst etwas Vaseline aus der Apotheke auf Deinem Handballen der linken Hand (wenn Du Rechtshänder bist) und ziehst Dein Deckglas mit jeder Seite leicht über die Haut, so dass jede Seite eine möglichst kleine Vaselinewulst trägt. Dann deckst Du den Präparat damit ein, so dass die Wülste nach unten zeigen. Anschließend kannst Du das Deckglas rundherum andrücken (mit der Rückseite des Präpariernadelheftes oder mit einem Zahnstocher. So lässt sich die Schichtdicke verkleinern. Sehr dünne Schichtdicken sind aber schwierig. Diese "Mikroaquarien halten mehrere Wochen dicht, wenn sie sorgfältig hergestellt werden. Die Tümpler machen damit Langzeitbeobachtungen ihrer Wasserviecher.
Beste Grüße
Gerd
Fossilien, Gesteine und Tümpeln mit
Durchlicht: Olympus VANOX mit DIC, Ph, DF und BF; etliche Zeiss-Jena-Geräte,
Auflicht: CZJ "VERTIVAL", Stemi: MBS-10, CZJ SMXX;
Inverses: Willovert mit Ph

Glasperlenspiel

Zitat von: plaenerdd in Februar 13, 2019, 18:42:17 NACHMITTAGS
Hallo Johannis,
Da dein Objekträger eine Si-Scheibe ist, wirst Du wohl an einem Auflichtmikroskop sitzen. Die Objektive der Auflichtmikroskope sind meist nicht für Deckgläser gerechnet. Das erkennst Du an der letzten Zahl: Wenn da 0,17 steht, dann ist das die übliche Deckglasdicke. Wenn da eine "0" steht ist es für unbedeckte Objekte gerechnet. Wenn da "-" steht ist es unerheblich ob mit oder ohne DG gearbeitet wird. So ist es zumindest bei Zeiss-Jena. Andere Hersteller haben z.T. andere Gravuren.
Durch das Deckglas und auch durch das Eindeckmittel verändert sich der Abbildungsmaßstab je nach Brechzahl. Du müsstet zum Messen mit gleichwertigem Deckglas und dem gleichen Eindeckmedium das Objektmikrometer eindecken, das für Auflichtmikroskope normalerweise kein Deckglas trägt, um Deine Messwerte damit zu kalibrieren.

Das Problem der Aggregatbildung beim Eintrocknen lässt sich auf folgende Weise lösen: Der Objekträger darf nach dem Aufbringen des Suspersionstropfen nicht mehr bewegt werden, darf keinen Schwingungen ausgesetzt sein und muss langsam ohne übermäßiges Erwärmen eingetrocknet werden. In der Praxis deckt man eine Petrischale als Staubschutz darüber, unter deren Rand man Abstandshalter gelgt hat, so dass die Flüssigkeit langsam verdunsten kann. Meist sind es die Konvektionsbewegungen der erwärmten Flüssigkeit, die die Partikel zusammbringen. Deshalb ist z.B. Wasser besser geeignet als die leicht flüchtigen hochvoskosen Flüssigkeiten. Da ist mehr Bewegung drin. Es gibt auch Trennmittel ( Natriumpyrophosphat (syn. NaDiphosphat)), die dafür sorgen, dass die Teilchen sich abstoßen und sich so gleichmäßiger verteilen. Das Problem ist allen bekannt, die Kieselalgen als Streupräparate eindecken. Beschrieben z.B. hier Antwort 24

Austrocknungsschutz eines Deckglases mit Vaseline geht ganz schnell und einfach: Du verreibst etwas Vaseline aus der Apotheke auf Deinem Handballen der linken Hand (wenn Du Rechtshänder bist) und ziehst Dein Deckglas mit jeder Seite leicht über die Haut, so dass jede Seite eine möglichst kleine Vaselinewulst trägt. Dann deckst Du den Präparat damit ein, so dass die Wülste nach unten zeigen. Anschließend kannst Du das Deckglas rundherum andrücken (mit der Rückseite des Präpariernadelheftes oder mit einem Zahnstocher. So lässt sich die Schichtdicke verkleinern. Sehr dünne Schichtdicken sind aber schwierig. Diese "Mikroaquarien halten mehrere Wochen dicht, wenn sie sorgfältig hergestellt werden. Die Tümpler machen damit Langzeitbeobachtungen ihrer Wasserviecher.
Beste Grüße
Gerd

Richtig, ich arbeite an einem Auflichtmikroskop mit dem hier normalerweiße Halbleiter untersucht werden. Da ich keine Ahnung vom mikroskopieren hatte, als ich angefangen habe, hab ich anfangs noch mit "trial and error" ausprobiert was geht. Angefangen bei der Anfertigung von Trockenpräparaten mit unterschiedlichen Stabilisatoren und Bindemitteln hin zu der Methode mit dem Deckglas. Deine Vermutung ist übrigens richtig, auf den Objektiven ist ein "-" vermerkt. Meine Idee ist nun, Normpartikel zu besorgen und schauen wie weit die gemessenen Werte von der Realität abweichen. Dann kann ich die µm/Pixel-Werte einfach anpassen. Daran kann ich dann auch gleich überprüfen wie genau mein Analysemacro misst.

Das mit dem Trockenpräparat werd ich auf jedenfall nochmal nach deiner Anleitung probieren. Ich suche mir heute mal den Ort mit der wenigsten Bewegung und lasse dort einen Tropfen Dispersion übers Wochenende verdunsten. Die Idee mit dem Trennmittel hatte ich Anfangs verfolgt aber wieder auf Eis gelegt, weil die Nassmethode schon ohne so gut funktioniert hat.

Und Montag renn ich dann auch erstmal in die Apotheke und hole mir Vaseline :)

Zitat von: Bob in Februar 13, 2019, 11:25:02 VORMITTAG
Hallo Johannes,

ich habe Radiolarien in LOCA eingeschlossen und darüber hier im Forum berichtet. Das sollte auch für Deine Glaskügelchen geeignet sein und wird unter UV-Licht innerhalb von wenigen Minuten fest.

Für solche Versuche würde ich Dauerpräparat bevorzugen, weil man sie unverändert mit mehreren Methoden auswerten kann, auch in größeren zeitlichen Abständen.

Beschreibung: http://www.mikrohamburg.de/Programm/Protokoll_20181117.pdf

Viele Grüße,

Bob


Kommt auch auf die Liste möglicher Vorgehensweißen. Wenn mein Professor mit den aktuellen Präparationsmethoden nicht zufrieden ist, dann werd ich wohl auf Dauerpräparate wechseln müssen.

Zitat von: A. Büschlen in Februar 13, 2019, 10:33:23 VORMITTAG
Hallo Johannes,

du schreibst:

ZitatAktuell arbeite ich mit dem 20x Objektiv da ich durch das relativ dicke, aufliegende Objektträgerglas nicht näher an die Probe ran kann (bei 50x) berührt das Objektiv das Glas um haaresbreite. Ich würde mir aus diesem Grund nun noch Deckgläßer in Stärke 1 besorgen um auch Bilder mit 50x und 100x aufzunehmen.

Arbeitest du mit einem Auflichtmikroskop oder mit Durchlicht-Hellfeld?

Ein erster Vorschlag wäre: Dem Eindeckmittel Wasser eine Spur Benetzungsmittel beisetzen z.B. Abwaschmittel. Ein Tropfen Eindeckmittel auf den Objektträger aufbringen, Porbematerial beifügen, mit Deckglas abdecken, Eindeckmittel am Deckglasrand absaugen. Mikroskopieren im Durchlicht / Hellfeld. Zum messen am Mikroskop Okular 10x; Objektiv 40 und oder 100/Oil verwenden. Wenn dieses Verfahren am Mikroskop brauchbare Ergebnisse bringt, kannst du dann auf deine automatisch arbeitenden Geräte übergehen.

Gruss Arnold Büschlen


An einem Auflichtmikroskop aber eben mit dem beschriebenen Setup. So ungefähr mach ichs ja fast, nur mit vorgefertigten Dispersionen und das funktioniert so weit auch schon ganz gut.


Danke euch allen für die viele Hilfe! Jetzt hab ich erstmal viel zu tun. Ich werde euch auf jedenfall auf dem Laufenden halten und berichten was schlussendlich die besten Ergebnisse erzielt hat.


Schönes Wochende!

Johannes

plaenerdd

#10
Hallo Johannes,
stell doch mal ein Foto vom Mik ein und von den Objektivaufdrucken! Welches Fabrikat? Ich vermute, dass Deine Objektive nicht geeignet sind für Deckgläser. "-" auf dem Objektiv könnte auch für "Unbedeckte Objekte" stehen. Hängt vom Hersteller ab. Ich kenne jedenfalls keine 50er Trocken-Objektive, die man sowohl mit als auch ohne DG benutzen könnte, ohne erhebliche Einbußen in der Bildqualität zu haben. Vielleicht ist Dein 50er aber auch schon ein Immersionsobjektiv, dass 100er ist es ziemlich sicher. Dann steht da was von "Oil" oder "HI" für homogene Immersion auf dem Objektiv und es ist tatsächlich mit oder ohne DG einsetzbar, aber natürlich nur mit Immersion.
Eine paar Grundlagen dazu : Mikrofibel Seite 40ff
Zum mikroskopisches Messen benutzt man normalerweise ein Objektmikrometer, an dem man entweder seine Meßokular kalibriert oder in Deinem Fall die Pixelgrößen der Kamera für die einzelnen Objektive ermittelt. Bei den Normalpartikeln wird es sehr darauf ankommen in welchem Bereich die Größen noch schwanken können. Das muss dann mit einer Fehlerrechnung mit einkalkuliert werden.
Beste Grüße
Gerd
Fossilien, Gesteine und Tümpeln mit
Durchlicht: Olympus VANOX mit DIC, Ph, DF und BF; etliche Zeiss-Jena-Geräte,
Auflicht: CZJ "VERTIVAL", Stemi: MBS-10, CZJ SMXX;
Inverses: Willovert mit Ph