Autor Thema: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens) *  (Gelesen 935 mal)

othum

  • Member
  • Beiträge: 387
BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens) *
« am: April 24, 2020, 14:12:51 Nachmittag »
Liebe Mitforisten,

zunächst vorweg: Ich bin zwar Naturwissenschaftler aber kein Biologe, schon gar kein Botaniker. Daher: Wenn ich Unsinn schreibe, so korrigiert mich bitte und wenn Informationen fehlen, so ergänzt diese bitte. Auch würde ich mich über Kommentare zu meinem Exkurs über die Primärfluroeszenz sehr freuen!

Ich möchte heute die „Immergrüne Schleifenblume“ (Iberis sempervirens) vorstellen. Obwohl relativ häufig in hiesigen Gärten zu finden und in den einschlägigen Gartenmärkten sehr wohlfeil, findet man nicht viele Informationen zu diesem Gewächs. Hier wurde sie noch nicht vorgestellt und auch in der mir zur Verfügung stehenden Standardliteratur sind die Angaben eher spärlich. [1-4]
Es handelt sich um einen immergrünen, breit wachsenden Halbstrauch („Bodendecker“, Bild 1 & Bild 2, nicht verwirren lassen: da scheinen auch ein paar Blüten der Vinca minor durch) aus der Ordnung der Kreuzblütlerartigen (Brassicales) und der Familie der Kreuzblütengewächse (Brassicaceae). Nahe Verwandte sind also diverse Kohlsorten, Raps, und vieles mehr.

 
Bild 1: Habitat des Strauchs
.

 
Bild 2: Übersicht der Blüten
.

Auffallend sind die weißen Blüten (Bild 3), die in Trauben zusammen stehen und teilweise einen dichten Teppich bilden. Die einzelnen Blüten (Bild 4) bestehen aus 4 Kelchblättern (charakteristisch für Kreuzblütler) und 4 Kronblättern, die zygomorph (also mit einer Spiegelebene) angeordnet sind.
 
Bild 3: Traubenförmiger Blütenstand
.
 
Bild 4: Einzelblüte
.

Ebenfalls typisch sind 4 große, innere und zwei kleinere, äußere Staubblätter. Bild 5 zeigt eine quick&dirty Aufnahme der 4 inneren Staubblätter und des mittigen Fruchtknotens; unten zwei der Kelchblätter, in der Mitte (das Weiße)  ein Kronblatt von oben.
 
Bild 5: Staubblätter und Fruchtknoten (Epiplan Neofluar HD DIC 5x/0.15, Halogen-Auflicht DF + diffuses LED Seitenlicht, Stack aus 100 Aufnahmen mit 15µm Abstand)
.

Die Laubblätter stehen wechselständig-dispers, sind einfach, bis zu 5 Zentimeter lang, 2 bis 5 Millimeter breit, länglich spatelförmig mit spitz zulaufendem Ende.
Die Pflanze ist sehr robust, immergrün, frostfest, blüht lange Zeit und ist ursprünglich in ganz Europa und angrenzenden Mittelmeerregionen beheimatet. Ich manchen Ländern wird sie wohl als Heilpflanze verwendet (dazu unten mehr).
Für die weiteren mikroskopischen Untersuchungen wurden Proben aus meinem heimischen Garten genommen und Schnitte angefertigt. Bild 6 zeigt mit roten Strichen die ungefähre Lage der Schnitte: Zum einen im oberen, einjährigen Bereich, zum anderen im unteren, mehrjährigen Bereich des Sprosses.
 
Bild 6: Lage der Schnitte
.


Material & Methoden:
Proben: Ein Teil der Proben wurde frisch geschnitten, ein Teil zunächst 5 Tage in AFE und anschließend 1-2 Tage in 70% Ethanol fixiert. Die Proben wurden mit einem Reichert-Jung HN40 Schlittenmikrotom mit Leica 818 Einmalklingen (Deklinationswinkel 150°, Freiwinkel 2°) in Möhreneinbettung geschnitten.
Die frischen Schnitte wurden 3x in Wasser gewaschen und dann direkt in Wasser eingedeckt und mikroskopiert.
Ansonsten wurden die Schnitte der fixierten Proben 3x in 30% EtOH und 3x in Wasser gewaschen. Ein Teil wurde mit W3ASimI[5] gefärbt (7 Min mit einmaligem Erwärmen, auf 50% reduzierter Astrablauanteil), mit Wasser gewaschen und in Isopropanol überführt. Diese Schnitte wurden zusammen mit einigen ungefärbten Schnitten (ebenfalls in Isopropanol überführt) in Euparal eingedeckt und im Wärmeschrank bei 50°C für 1 Woche ausgehärtet.
Mikroskope:  Zeiss Axiovert S100, DL-Halogenbeleuchtung (HAL100) mit KB15 Filter für HF, DF, Ph, bzw. HBO100 zur AL-FL mit IR Sperrfilter und Blauanregungs-Filtersatz (BP450-490; FT 510, LP515), und UV-Anregungs-Filtersatz (BP365, FT395, LP397), Trinokulartubus mit 2.5x-Projektiv zur Ausleuchtung des „Vollformats“. Auflicht und Polarisations-Durchlicht:  Zeiss Axioskop 50 mit HAL100 AL (KB12 Filter) und 50W Halogenlampe für DL mit Blaufilter (für Polarisation zusätzlich ein B&W Polfilter auf der Halogenlampe) und 6500K LED Streifen („Paulmann MaxLED 1000“) für seitliche Beleuchtung mit Plexiglasdiffusor. 2x-Projektiv am Trinotubus.
Kamera: Pentax K-1 (36MPx Vollformat), Aufnahmen im RAW Format.
Objektive: EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075; EC-Plan-Neofluar 10x/0.30; Plan Neofluar 40x/0.75, Achroplan 100x/1.25 Öl, Epiplan Neofluar HD DIC 5x/0.15.
Aufnahmen: in Lightroom CC Classic entwickelt (Weißabgleich, Belichtungskorrektur, ggf. Sensorflecken entfernt). Für Stacking wurde auf 9MPx verkleinert und als TIFF exportiert. Gestackt wurde mit Helicon Focus Pro 7.6.1 (Methode C4), gestitcht mit PTGui Pro 11.27, interaktive („zoombare“) Versionen der Panoramen mit krpano 1.19 erstellt. In Photoshop CC wurde ggf. freigestellt und der Maßstab eingefügt. Zurück in Lightroom wurde geschärft und fein geschliffen sowie als JPG exportiert, für das Forum hier auf 1024 Px Bildbreite weiter verkleinert.


Ergebnisse
Zunächst wurden frische Schnitte angefertigt. Dies gestaltete sich sehr schwierig. Die meisten Schnitte rissen, es gelangen nur jeweils ein halbwegs intakter Schnitt mit 70µm, bzw. 50µm Schnittdicke. Diese wurde sofort in Wasser eingedeckt und mikroskopiert.
Bild 7 zeigt den 70 µm-Schnitt im Hellfeld. Es fällt sofort ein kräftiger, dunkler innenliegender Ring, vermutlich Xylem (siehe unten), auf, der Rindenparenchym vom Markparenchym trennt. Leitbündel sind bestenfalls zu erahnen. Man sieht auch eine deutliche Grünfärbung im Bereich des Rindenparenchyms sowie Kollenchyme.
 
Bild 7: Übersicht der frischen 70µm-Schnitts im HF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

Etwas stärkere Vergrößerungen im Hellfeld zeigen, dass diese Grünfärbung wie erwartet von Chloroplasten verursacht wird, die mit dem 40er zu erkennen (Bild 8 ) und mit dem 100er schön aufzulösen sind (Bild 9). Das Parenchym hat also die Funktion des Assimilationsparenchyms
 
Bild 8: Detailaufnahme im HF, 10 Aufnahmen gestackt, Abstand ~1µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
.


 
Bild 9: Detailaufnahme im HF, Einzelaufnahme (Achroplan 100x/1.25 Öl)
.

Ebenfalls fällt auf, dass die Chloroplasten ziemlich beweglich sind. Hier ein kurzes Video, mit dem 100er gemacht:
http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Video1.mp4


Bild 10 zeigt den gleichen Schnitt bei Auflicht-Blauanregung. Man sieht sehr schön die Rotfluoreszenz der Chloroplasten sowie die Grünfluoreszenz der Cuticula und etwas schwächer die der Gegend rund um die Leitbündel (dazu unten mehr!).
 
Bild 10: 70 µm Frischschnitt: Übersicht der Primärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

Weitere Vergrößerungen (Bild 11, Bild 12) zeigen sehr schön die Cuticula sowie die gut aufgelösten Chloroplasten (die sich bei der Kombination aus Eigenbewegung und hier nötigen Belichtungszeiten nicht ganz scharf abbilden lassen) und die leichte Grünfluoreszenz bei Zellen des Leitbündels (siehe unten).
 
Bild 11: Primärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

 
Bild 12: Primärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

Der gleiche Ausschnitt wie in Bild 12 nun mit UV-Anregung (Bild 13) betrachtet, zeigt nun sehr deutlich die Zellen des Leitbündels und der Cuticula, die Chloroplasten sind deutlich weniger aktiv.
 
Bild 13: Primärfluoreszenz in UV-Anregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

Man kann auch schon links oben und im Bereich des Maßstabs weitere Details der Epidermis erahnen, die bei stärkerer Vergrößerung (Bild 14) schön darstellbar sind: Stomata (Spaltöffnungen).
 
Bild 14: Primärfluoreszenz in UV-Anregung (Plan Neofluar 40x/0.70), gut sichtbar zwei Stomata in der Epidermis
.


Der zweite, nur 50µm dicke Frischschnitt zeigt erwartungsgemäß etwas weniger Chloroplasten, dafür schon in der Blauanregung deutlich Teile der Leitbündelstrukturen.
 
 
Bild 15: 50 µm Frischschnitt: Übersicht der Primärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

 
Bild 16: Primärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

 
Bild 17: Primärfluoreszenz in Blauanregung (Panorama aus zwei Aufnahmen Plan Neofluar 40x/0.75).
.

Zu Bild 17 gibt es hier auch eine höher aufgelöste „zoombare“ Version:
http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Bild17_full/index.html


Die in AFE fixierten Proben ließen sich deutlich besser schneiden. Schnitte mit 30 µm Dicke waren problemlos möglich. Ein W3Asim I gefärbter Schnitt eines einjährigen Sprosses ist nun in der nächsten Übersicht gezeigt. Sie zeigt wie schon in den ungefärbten Aufnahmen angedeutet, dass die einzelnen Leitbündel kaum aufgelöst werden können. Es hat sich bereits ein komplett umlaufender Xylemring gebildet, auch ein durchgängiges Kambium ist zu erkennen. Im Folgenden zeige ich nun häufiger Aufnahmen aus Einzelebenen (Bild 18a) parallel zu gestackten Versionen (Bild 18b), beides hat ja seine Vor- und Nachteile.
 
Bild 18a: 30 µm-Schnitt durch den einjährigen Spross, W3ASimI Färbung, Panorama aus 7 Einzelaufnahmen (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

 
Bild 18b: 30 µm-Schnitt durch den einjährigen Spross, W3ASimI Färbung, Panorama aus 7 Stapeln á 20 Aufnahmen, Abstand 3 µm (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

Auch hier gibt es höher aufgelöste (~50 MPx) „zoombare“ Versionen,
Einzelebene: http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Bild18a_full/index.html

Gestackt: http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Bild18b_full/index.html


Eine Ausschnittsaufnahme (Bild 19) zeigt einen Leitbündelbereich bis zur Epidermis mit Zuordnung der unterschiedlichen Zelltypen. Eine weitere Überraschung für mich ist etwas, was man NICHT sieht. Man sieht keine Rotfärbung in den Bereichen oberhalb des Phloems, die eine deutliche Primärfluoreszenz bei Blauanregung (siehe Bild 13, Bild 16-Bild 17) zeigen; hier hätte ich eigentlich aufgrund der Primärfluoreszenz lignifizierte Zellen erwartet (eher keine Sklerenchymzellen, dafür haben die UV-aktiven Zellen zu dünne Zellwände).
 
Bild 19: Ausschnitt mit Zuordnung der unterschiedlichen Zelltypen (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.
Die nächsten Aufnahmen (Bild 20 & Bild 21) zeigen stärker vergrößerte Ausschnitte der Leitbündelbereiche, jeweils als Einzelaufnahme und als Stack:
 
Bild 20a: Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Einzelaufnahme (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

 
Bild 20b: Gleicher Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Stack aus ~15 Aufnahmen, Abstand ~1µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

 
Bild 21a: Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Einzelaufnahme (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

 
Bild 21b: Gleicher Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Stack aus ~15 Aufnahmen, Abstand ~1µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
.


Exkurs: Primärfluoreszenz
Wenn man sich die Frage stellt, was genau eigentlich für die beobachteten grünen Primärfluoreszenzen verantwortlich ist, liest man zwar überall „Lignin“ (für die verholzten Bereiche, insbesondere des Xylems und des Sklerenchyms) und „Cutin“ (für die Cutina), im Details ist es aber wohl gar nicht so trivial. Fachliteratur weist immer wieder darauf hin, dass die chemische Natur dieser Fluoreszenzen nicht vollständig geklärt ist und zumindest ältere Arbeiten anhand von Modellverbindungen eigentlich nur die UV-Anregung nachvollziehen können.[6-8] Eine aktuelle Theorie besagt, dass erst durch die räumliche Anordnung der entsprechenden Stilben- und verwandten Einheiten und der Bildung von Aggregaten die beobachtete Fluoreszenz verursacht wird.[9]
Was aber verursacht nun die beobachtete Primärfluoreszenz oberhalb des Phloems bei Iberis sempervirens? Da der Bereich nicht von Acridinrot gefärbt ist, ist es wohl keine Ligninfluoreszenz! Eine weitere Recherche zeigt, dass diese Pflanze wohl als Heilpflanze ohne genauere Kenntnisse der Inhaltsstoffe in der Türkei verwendet wird und deshalb in letzter Zeit mehrere Studien zur Analyse der Inhaltsstoffe durchgeführt wurden.[10-11] Dabei wurden, wie in vielen anderen Kreuzblütlern auch, signifikante Mengen an Flavonolen[12], insbesondere Kaempferol und Quercetin, bzw. deren Glucoside, z.B. Rutin, nachgewiesen. Diese wiederum zeigen bei Blauanregung exakt die erwartete Grünfluoreszenz,[13] so dass ich zumindest mal die Hypothese aufstelle, dass in den hier Primärfluoreszenz zeigenden Zellen entsprechende Flavonole in der Zellmembran eingelagert werden.
Aber vielleicht mag das ja einer der Experten (Detlef Kramer?) kommentieren???

Zurück zum eigentlichen Thema:
Weiter geht es mit Aufnahmen unter Zuhilfenahme anderer Aufnahmetechniken. Zunächst Übersichtsaufnahme im Dunkelfeld (Bild 22), diesmal für meinen Geschmack etwas enttäuschend.
 
Bild 22: Übersicht des gefärbten Sprosses im DF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

Dann die Sekundärfluoreszenz der W3A-Färbung in Blau-(Bild 23), bzw. UV-Anregung (Bild 24), inklusive einiger Ausschnitte (Bild 25, bzw. Bild 26).
 
Bild 23: Übersicht der Sekundärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

 
Bild 24: Übersicht der Sekundärfluoreszenz in UV-Anregung (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.


 
Bild 25: Ausschnitt der Sekundärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

 
Bild 26: Ausschnitt der Sekundärfluoreszenz in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.


Nun zu weiteren Schnitten aus dem Bereich des einjährigen Sprosses. Mir sind ein paar Schnitte gelungen, die einen Blattansatz tragen. Diese möchte ich auch gerne zeigen. Zunächst in Bild 27 der ungefärbte Schnitt. Wie schon beim Frischschnitt fällt der kräftige Xylemring auf. Unten rechts der Blattansatz, wie ich finde schön getroffen, inklusive Leitbündel. Auch am Spross kann man sehen, wo der Xylemring zur Versorgung von Laubblättern durchbrochen wird (hier bei 12h).
 
Bild 27: Ungefärbter 30µm Schnitt einer AFE fixierten Probe, eingedeckt in Euparal, HF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

Bild 28 zeigt den gleichen Schnitt im Dunkelfeld, Bild 29 in Durchlicht bei gekreuzter Polarisation.
 
Bild 28: Ungefärbter 30µm Schnitt einer AFE fixierten Probe, eingedeckt in Euparal, DF, (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

 
Bild 29: Ungefärbter 30µm Schnitt einer AFE fixierten Probe, eingedeckt in Euparal, gekreutes Pol-DL (Epiplan Neofluar 5x/0.15)
.

Aus der gleichen Schnittserie, knapp unterhalb des letzten Schnitts, nun ein W3ASimI gefärbter Schnitt. Zunächst wieder die Übersichtsaufnahme als Pano einer Einzelebene (Bild 30a) und eines Stacks (Bild 30b). Auch hier sieht man den Durchbruch des Xylemrings am Blattansatz.
 
Bild 30a: 30 µm-Schnitt durch den einjährigen Spross mit Blattansatz, W3ASimI Färbung, Panorama aus 7 Einzelaufnahmen (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)   
.

 
Bild 30b: 30 µm-Schnitt durch den einjährigen Spross mit Blattansatz, W3ASimI Färbung, Panorama aus 7 Stapeln á 20 Aufnahmen, Abstand 3 µm (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

Auch hier gibt es höher aufgelöste (~50 MPx) „zoombare“ Versionen,
Einzelebene: http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Bild30a_full/index.html

Gestackt: http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Bild30b_full/index.html


Der Vollständigkeit halber auch hier ein Ausschnitt aus einem Leitbündelbereich (Bild 31a & Bild 31b) und eine Übersicht im Dunkelfeld (Bild 32).
 
Bild 31a: Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Einzelaufnahme (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

 
Bild 31b: Gleicher Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Stack aus ~15 Aufnahmen, Abstand ~1µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

 
Bild 32: Übersicht des gefärbten Sprosses im DF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

TEIL 2: (zu groß für einen Beitrag....) in der ersten Antwort....
« Letzte Änderung: April 27, 2020, 15:24:12 Nachmittag von othum »
Zeiss Axiovert S100 HF/Ph/DF, Auflicht-FL
Zeiss Axioskop 50 HF/Ph/Pol, Auflicht-HF/DF/Pol
Kamera: Pentax K-1

othum

  • Member
  • Beiträge: 387
Re: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens)
« Antwort #1 am: April 24, 2020, 15:28:56 Nachmittag »
FORTSETZUNG

Nun eine weitere Probe, diesmal aus dem mehrjährigen Teil des Sprosses. Auch diese Probe war problemlos auf 30µm Dicke zu schneiden. Dieser Sprossteil sieht makroskopisch anders aus, hat keine Laubblätter, ist braun und könnte optisch auch als Rhizom durchgehen. Auch hier (Bild 33 bis Bild 35) zunächst eine Übersicht eines ungefärbten Schnitts. Da in diesem Bereich keine Laubblätter (mehr) sind, ist der Xylemring nicht mehr unterbrochen, außerdem ist dieser dicker geworden.
 
Bild 33: 30 µm-Schnitt durch den mehrjährigen Spross, eingedeckt in Euparal, HF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
#.

 
Bild 34: 30 µm-Schnitt durch den mehrjährigen Spross, eingedeckt in Euparal, DF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

 
Bild 35: 30 µm-Schnitt durch den mehrjährigen Spross, eingedeckt in Euparal, gekreutes Pol-DL, Panorama aus 2 Aufnahmen (Epiplan Neofluar HD DIC 5x/0.15)
.

Schießlich nun ein W3ASimI gefärbter Schnitt des mehrjährigen Sprosses. Zunächst die Übersicht als Einzelebene und als gestackte Ebene. Im Vergleich zu dem einjährigen Spross fällt auf, dass sich nun tatsächlich Sklerenchymzellen zeigen. Erstaunlicherweise zeigt sich immer noch eine intakte Cuticula auf einer Epidermis. Hier hätte ich aufgrund des Alters und der braunen Farbe eher mit einem ausgebildeten Periderm gerechnet.
 
Bild 36a: 30 µm-Schnitt durch den mehrjährigen Spross, W3ASimI Färbung, Panorama aus 11 Einzelaufnahmen (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

 
Bild 36b: 30 µm-Schnitt durch den mehrjährigen Spross, W3ASimI Färbung, Panorama aus 11 Stapeln á 20 Aufnahmen, Abstand 3 µm (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

Auch hier gibt es höher aufgelöste (~56 MPx) „zoombare“ Versionen,
Einzelebene: http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Bild36a_full/index.html

Gestackt: http://www.thum.li/Mikro/Iberis/Bild36b_full/index.html



Bild 37 zeigt einen Ausschnitt des Leitbündels mit Bezeichnung der Zelltypen, kaum ein Unterschied zum einjährigen Spross, mit Ausnahme der Sklerenchymkappen.
 
Bild 37: Ausschnitt mit Zuordnung der unterschiedlichen Zelltypen (EC-Plan Neofluar 10x/0.30).
.

Auf den nächster Bildern (Bild 38a & Bild 38b) zeige ich nochmals stärker vergrößerte Ausschnitte des Leitbündelbereichs.
 
Bild 38: Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Einzelaufnahme (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

 
Bild 38b: Gleicher Ausschnitt eines Leitbündelbereichs, Stack aus ~15 Aufnahmen, Abstand ~1µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

Der Vollständigkeit halber noch Übersichtsaufnahmen im Dunkelfeld (Bild 39) und der Sekundärfluoreszenz in FL-AL bei Blau-(Bild 40) und UV-Anregung (Bild 41):
 
Bild 39: Übersicht des gefärbten mehrjährigen Sprosses im DF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

 
Bild 40: Übersicht der Sekundärfluoreszenz des mehrjährigen Sprosses in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

 
Bild 41: Übersicht der Sekundärfluoreszenz des mehrjährigen Sprosses in UV-Anregung (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075)
.

Zum Abschluss der bunten Bilderreihe noch stärker vergrößerte Ausschnitte in FL-AL bei Blau-(Bild 42 & Bild 44) und UV-Anregung (Bild 43 & Bild 45):
 
Bild 42: Sekundärfluoreszenz des mehrjährigen Sprosses in Blauanregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.


 
Bild 43: Sekundärfluoreszenz des mehrjährigen Sprosses in UV-Anregung (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
.

 
Bild 44: Sekundärfluoreszenz des mehrjährigen Sprosses in Blauanregung (Plan Neofluar 40x/0.75)
.

 
Bild 45: Sekundärfluoreszenz des mehrjährigen Sprosses in UV-Anregung (Plan Neofluar 40x/0.75)
.


Ich hoffe, Ihr habt es bis hierhin geschafft ;) und Euch gefällt dieser Beitrag.
Wie bereits am Anfang geschrieben freue ich mich über jegliches Feedback.
Bis dahin: Viel Spaß beim Lesen!
Beste Grüße, Oliver



Literatur:
[1] https://de.wikipedia.org/wiki/Immergr%C3%BCne_Schleifenblume
[2]J.W. Kadereit, C. Körner, B. Kost, U. Sonnewald „Strasburger Lehrbuch der Pflanzenwissenschaften“, 2014 (37.Auflage), Springer: Heidelberg; p. 174, 692
[3]O. Schmeil, J. Fitschen „Flora von Deutschland und der angrenzenden Länder“, 1996 (30. Auflage), Quelle & Meyer: Wiesbaden; insbesondere p. 356
[4]O. Schmeil „Pflanzenkunde“, 2009, Manusciptum: Waltrop/Leipzig; p. 74
[5] http://www.mikroskopie-bonn.de/_downloads/MKB_Artikel_W3Asim_I_und_II_RDM_WSS_110619_1.pdf
[6] B. Albinsson, S. Li, K. Lundquist, R. Stomberg, J. Mol. Struct 1999, 508, 19-27.
[7]E. Billa, E. Koutsoula, E. G. Koukis, Biores. Technol. 1999, 67, 25-33.
[8] G. Ghigo, D. Vione, S. Berto, Spectrochimica Acta A 2020, 228, 117587
[9]Y. Xue et al., Polymer Chem. 2016, 7, 3502-3508.
[10]M. F. Mahomoodally et al., Industr. Crops & Products 2018, 120, 271-278.
[11] G. di Marco et al., Plant Biology 2014, 16, 792-800.
[12] https://en.wikipedia.org/wiki/Flavonols
[13] E. Sudo, M. Teranishi, J. Hidema, T. Taniuchi, Biosci. Biotechnol. Biochem. 2009, 73, 210-2109.




« Letzte Änderung: April 27, 2020, 15:23:20 Nachmittag von othum »
Zeiss Axiovert S100 HF/Ph/DF, Auflicht-FL
Zeiss Axioskop 50 HF/Ph/Pol, Auflicht-HF/DF/Pol
Kamera: Pentax K-1

Jürgen Boschert

  • Member
  • Beiträge: 2227
Re: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens)
« Antwort #2 am: April 24, 2020, 17:12:27 Nachmittag »
Lieber Oliver,

herzlichen Dank fürs Einstellen dieses Werkes, der Beitrag ist umwerfend: Schnitttechnisch, photographisch, seitens der Färbungen, bzgl. der Fluoreszenz und im Hinblick auf die vermittelten Informationen auf Grundlage einer hervorragenden Recherche.

Ein rundum gelungenes Packet.

Weiter so !

JB
Beste Grüße !

JB

Fahrenheit

  • Global Moderator
  • Member
  • Beiträge: 6177
    • Mikroskopisches Kollegium Bonn
Re: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens)
« Antwort #3 am: April 27, 2020, 08:12:51 Vormittag »
Lieber Oliver,

vielen Dank für den sehr ausführlichen und lehrreichen Beitrag mit den guten Aufnahmen!

Deine Hypothese zu den Inhaltsstoffen wie z.B. Rutin klingt für mich plausibel und auch ich bin auf Detlefs Aussage gespannt.
Ein kleiner Hinweis: das AP in Bild 19 würde ich auch eher als RP ansprechen: auch wenn die Zellen Chlorophyll enthalten, Assimilationsparenchym ist den Blättern vorbehalten. ;)

Leider konnte ich wegen der Länge des ersten Eintrags das Sternchen nicht mehr setzen, aber ich habe den Faden natürlich in die Liste Botanik übernommen.

Herzliche Grüße
Jörg
« Letzte Änderung: April 27, 2020, 09:10:55 Vormittag von Fahrenheit »
Hier geht's zur Vorstellung: Klick !
Und hier zur Webseite des MKB: Klick !

Arbeitsmikroskop: Leica DMLS
Zum Mitnehmen: Leitz SM
Für draussen: Leitz HM

othum

  • Member
  • Beiträge: 387
Re: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens)
« Antwort #4 am: April 27, 2020, 10:49:13 Vormittag »
Hallo Jürgen,

Lieber Oliver,

herzlichen Dank fürs Einstellen dieses Werkes, der Beitrag ist umwerfend: Schnitttechnisch, photographisch, seitens der Färbungen, bzgl. der Fluoreszenz und im Hinblick auf die vermittelten Informationen auf Grundlage einer hervorragenden Recherche.

Ein rundum gelungenes Packet.

Weiter so !

JB

vielen Dank für die lobenden Worte!

"Weiter so" versuche ich gerne. Ich bin mit meiner persönlichen Lernkurve auch ganz zufrieden. Vor knapp zwei Jahren habe ich ich zum ersten mal überhaupt ein Mikroskop in den Händen gehalten....

Beste Grüße, Oliver
Zeiss Axiovert S100 HF/Ph/DF, Auflicht-FL
Zeiss Axioskop 50 HF/Ph/Pol, Auflicht-HF/DF/Pol
Kamera: Pentax K-1

othum

  • Member
  • Beiträge: 387
Re: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens)
« Antwort #5 am: April 27, 2020, 10:53:39 Vormittag »
Lieber Jörg,

Lieber Oliver,

vielen Dank für den sehr ausführlichen und lehrreichen Beitrag mit den guten Aufnahmen!
Vielen Dank!

Deine Hypothese zu den Inhaltsstoffen wie z.B. Rutin klingt für mich plausibel und auch ich bin auf Detlefs Aussage gespannt.
Ich bin auch gespant ;)

Ein kleiner Hinweis: das AP in Bild 19 würde ich auch eher als RP ansprechen: auch wenn die Zellen Chlorophyll enthalten, Assimilationsparenchym ist den Blättern vorbehalten. ;)
Danke, werde ich korrigieren!


Leider konnte ich wegen der Länge des ersten Eintrags das Sternchen nicht mehr setzen, aber ich habe den Faden natürlich in die Liste Botanik übernommen.
Ich war auch erstaunt, ich konnte noch nicht mal Fehler korrigieren... Habe jetzt etwas Platz geschaffen...

Beste Grüße, Oliver
Zeiss Axiovert S100 HF/Ph/DF, Auflicht-FL
Zeiss Axioskop 50 HF/Ph/Pol, Auflicht-HF/DF/Pol
Kamera: Pentax K-1

Horst Wörmann

  • Member
  • Beiträge: 371
Re: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens) *
« Antwort #6 am: April 27, 2020, 11:46:20 Vormittag »
Lieber Oliver,

prima Beitrag, regt zu weiteren Überlegungen an! Und danke auch für die Literaturstellen, sehr nützlich.

Zur Primärfluoreszenz:
"Was aber verursacht nun die beobachtete Primärfluoreszenz oberhalb des Phloems bei Iberis sempervirens? Da der Bereich nicht von Acridinrot gefärbt ist, ist es wohl keine Ligninfluoreszenz! "
Wenn ich das richtig verstanden habe, zeigt sich diese Primärfluoreszenz im frischen Schnitt; im gefärbten Präparat wird aber nicht das erwartete Lignin gefunden, da die Rotfärbung fehlt. Wie sieht das aus, wenn der frische Schnitt mit Ethanol/Isopropanol/Fixierlösung behandelt wird, so wie zur Färbung erforderlich? Ist nach einer Behandlung des frischen unfixierten Schnitts mit Lösemitteln immer noch eine Primärfluoreszenz nachweisbar? Könnte mir vorstellen, daß z.B. Rutil herausgelöst wird.

Viele Grüße
Horst


othum

  • Member
  • Beiträge: 387
Re: BOTANIK: Immergruene Schleifenblume (Iberis sempervirens) *
« Antwort #7 am: April 27, 2020, 13:44:44 Nachmittag »
Hallo Horst,

Lieber Oliver,

prima Beitrag, regt zu weiteren Überlegungen an! Und danke auch für die Literaturstellen, sehr nützlich.


Gerne geschehen

Zur Primärfluoreszenz:
"Was aber verursacht nun die beobachtete Primärfluoreszenz oberhalb des Phloems bei Iberis sempervirens? Da der Bereich nicht von Acridinrot gefärbt ist, ist es wohl keine Ligninfluoreszenz! "
Wenn ich das richtig verstanden habe, zeigt sich diese Primärfluoreszenz im frischen Schnitt; im gefärbten Präparat wird aber nicht das erwartete Lignin gefunden, da die Rotfärbung fehlt. Wie sieht das aus, wenn der frische Schnitt mit Ethanol/Isopropanol/Fixierlösung behandelt wird, so wie zur Färbung erforderlich? Ist nach einer Behandlung des frischen unfixierten Schnitts mit Lösemitteln immer noch eine Primärfluoreszenz nachweisbar? Könnte mir vorstellen, daß z.B. Rutil herausgelöst wird.


Ja, ich habe mir schon zwei Dinge überlegt: Zum einen (warum bin ich da nicht früher drauf gekommen?*), werde ich mir den AFE fixierten, ungefärbten Schnitt aus Bild 33ff nochmal in der Fluoreszenz anschauen. Zum anderen wollte ich mal das zitierte Potokol aus der Literatur nachstellen, mit denen die Flavonole extrahiert werden (wenn ich mich recht erinnere mit Methanol)...

Ich werde berichten.

Beste Grüße, Oliver

*EDIT: Weil durch die Eigenfluoreszenz des Euparal nicht mehr viel an Primärflureszenz vom Hintergrund abzutrennen ist. We ich gerade sehen muss... :(
« Letzte Änderung: April 27, 2020, 17:59:18 Nachmittag von othum »
Zeiss Axiovert S100 HF/Ph/DF, Auflicht-FL
Zeiss Axioskop 50 HF/Ph/Pol, Auflicht-HF/DF/Pol
Kamera: Pentax K-1