Mein Garten unter dem Mikroskop

Begonnen von jcs, Juli 01, 2020, 22:51:59 NACHMITTAGS

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jcs

Hallo Gerd,

danke für die schnelle Antwort! Muschel macht natürlich Sinn, das mit der planktischen Phase ist mir neu. Wieder etwas dazugelernt! Da kann ich ja bald ein Spezialitätenrestaurant mit Produkten aus eigenem Anbau aufmachen, wenn das so weitergeht. Muscheln an Pilzsoße wäre ja eine interessante Kombination.

Jürgen

jcs

Nachdem die Sporen der bereits gezeigten Körnchenröhrlinge für's Lichtmikroskop schon recht klein sind, habe ich sie einmal unters REM gelegt. Die Geometrie des "flachen Donuts" kommt ganz gut zum Vorschein, ansonsten sind die Sporen recht unscheinbar und kontourlos. Etwas länger besputtern wäre auch gut gewesen. Wie man sieht, sind nicht alle Einzelsporen ausreichend elekrtrisch leitend. Aber für einen ersten Eindruck reichen die Aufnahmen hoffentlich.

Jürgen

jcs

#47
So schön langsam tut sich wieder etwas im Garten. In einer ziemlich vernachlässigten Ecke hat sich die Zypressen-Wolfsmilch (Euphorbia cyparissias) etabliert. Die Stängel dieser Pflanze habe ich genutzt, um erste Schritte mit PEG-Einbettung zu machen. Das empfindliche Mark der Stängel ließ sich ohne Einbettung nicht zerstörungsfrei schneiden. Mit PEG-Einbettung gelingt das recht gut. Ich finde es recht erstaunlich, dass die Einbettung so "sanft" funktioniert, dass im Mark sogar Stränge aus einzelnen Zellen überleben (siehe zweites Bild).

Die Schnitte habe ich folgendermaßen hergestellt:

(1) Stängel ca. 6h in AFE
(2) danach 24h in 20%PEG/80%H2O
(3) 8h in PEG1500 bei 55°C
(4) Blöcke gießen und im Mikrotom schneiden (35µm Schnittdicke)
(5) Ausbetten aus PEG in 20%PEG/80% H2O, ca. 30min
(6) Reinigen in H2O.
(7) Überführen in 50% Ethanol
(8 ) Färben in Acridinrot 10min, siehe https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=39929.msg299925#msg299925
(9) Ausspülen in H2O
(10) Färben in Acriflavin 15sec
(11) Ausspülen in H2O
(12) Färben in Astrablau 1min
(13) Ausspülen in H2O
(14) Überführen in Isopropanol
(15) Eindecken in Euparal.

Aufnahmen mit Leica HC PL Fluotar 5x, Pano aus 4 Aufnahmen (erstes Bild) bzw. HC PL Fluotar 10x für das zweite Bild.

jcs

#48
Bei der heutigen Online-Session der MGW haben wir mit Unterstützung von Erich und Gerhard die Zuordnung zu den Gewebetypen versucht.
RP ... Rindenparenchym
XY ... Xylem
MP ... Markparenchym
PH ... Phloem
SP ... Spaltöffnung
SG ... Sekretgang
EP ... Epidermis
KA ... Kambium

othum

Hallo Jürgen,

Sehr schönes Präparat und sehr gute Aufnahmen! Vielleicht muss ich doch mal mit der PEG-Einbetterei beginnen....

Beste Grüße, Oliver
Zeiss Axiovert S100 HF/Ph/DF, Auflicht-FL
Zeiss Axioskop 50 HF/Ph/Pol, Auflicht-HF/DF/Pol
Kamera: Pentax K-1

jcs

Hallo Oliver,

danke für das Lob! Für's Einbetten mit PEG braucht man zum Glück ja nicht viel Zusatzmaterial, es dauert halt alles länger als beim normalen Schneiden und Färben. Einen Versuch ist es also sicher wert.
LG
Jürgen

Bob

Hallo Jürgen,
die Schnitte sind klasse geworden! Vielleicht muss ich mich mit PEG doch nochmal intensiver befassen...

Viele Grüße,

Bob

Fahrenheit

Lieber Oliver,

da kann ich  mich nur anschließen: ein schönes Präparat gut fotografiert!

Die Milchkanäle bzw. allgemeiner Sekretgänge im Spross hast Du gefunden? Du kannst sie z.B. mit SG oder MK entsprechend kennzeichnen.

Herzliche Grüße
Jörg
Hier geht's zur Vorstellung: Klick !
Und hier zur Webseite des MKB: Klick !

Arbeitsmikroskop: Leica DMLS
Zum Mitnehmen: Leitz SM
Für draussen: Leitz HM

M Beier

Hallo Jürgen,
wirklich tolle Schnitte sind das geworden!
Ja die Steppenwolfsmilch habe ich auch schon mal getestet, aber im Mark nur Matsch erhalten. Diffundiert das PEG in das gesamte Gewebe wie Paraffin?

Viele Grüße
Maria

jcs

#54
Hallo Maria, Bob und Jörg,

danke für Eure Rückmeldungen, freut mich!

Jörg, die Sekretgänge habe ich versucht zu markieren im obigen Beitrag. Habe ich das richtig zugeordnet?

Maria, mit PEG habe ich noch nicht allzu viel gemacht. Deshalb sind meine Beobachtungen noch nicht sehr aussagekräftig. Aber ich glaube, das PEG-Business ist nichts für Eilige. Ich habe die Stängel recht lange in 20%PEG/80%H2O "gebadet" (ca. 20h) und dann auch recht lange in flüssigem PEG (50°C) belassen (ca. 6h). Ich denke, das PEG war dann in allen Poren der Stängel drinnen. Geschnitten habe ich auch sehr langsam, deutlich langsamer als bei normalen, nicht eingebetteten  Schnitten.

Wichtig war, die Schnitte nicht gleich ins Wasser zu legen sondern wieder in 20%PEG/80%H2O. Bei der Überführung direkt in Wasser hat es die Schnitte komplett zerlegt. Es muss also offenbar alles recht sanft vonstatten gehen.

LG

Jürgen

Fahrenheit

Lieber Jürgen,

ja, dass passt!

Herzliche Grüße
Jörg
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Arbeitsmikroskop: Leica DMLS
Zum Mitnehmen: Leitz SM
Für draussen: Leitz HM

jcs

#56
So schön langsam zieht der Frühling ein im Garten (Bild 1), und die diversen gärtnerischen Mikroskopie-Projekte können wieder Fahrt aufnehmen. Wie weiter oben beschrieben, hat mein etwas unterentwickelte gärtnerischer Ehrgeiz dazu geführt, dass sich ein gesundes Bodenleben ungestört etablieren konnte. In weiterer Folge konnten sich, neben diversen Großpilzen, 4-5 Arten von einheimischen Orchideen ansiedeln.

Die einheimischen Orchiodeen sind für die Keimung ja zwingend auf das Vorhandensein geeigneter Mykorrhiza-Pilze angewiesen, so auch das rote Waldvöglein (Bild 2), das im Juni wieder blühen wird. Aus anfänglich 1-2 Zufalls-Exemplaren sind durch Aussaat mittlerweile 20 Exemplare geworden. Nachdem diese Art bis jetzt nicht gezielt asymbiotisch vermehrt werden kann, kann man das rote Waldvöglein nicht kommerziell erwerben und anpflanzen. Die in freier Natur wachsenden Exemplare sind geschützt, und somit ist Probenmaterial kaum verfügbar, wenn sich die Art nicht gerade im eigenen Garten befindet.

Mich interessiert perspektivisch, ob ich der Mykorrhiza im Garten, die offenbar orchideentauglich ist, mit dem Mikroskop auf die Spur kommen kann. Vorerst gibt es aber einmal einen Schnitt durch den Spross des roten Waldvögleins (Cephalanthera rubra), den ich letzten Sommer nach Fixierung in AFE in Ethanol aufbewahrt habe. Der letztjährige Versuch eines Schnittes (siehe weiter vorne im Thread) hat nicht so recht funktioniert, deshalb habe ich es diesmal mit PEG-Einbettung versucht, siehe Bild 3. Die Stängel sind sehr weich, auch mit PEG habe ich keinen wirklich perfekten Schnitt (Dicke 30µm) erhalten. Aber das Ergebnis ist doch deutlich besser als der Schnitt ohne Einbettung (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=37883.msg282278#msg282278).

Färbung war Acridinrot+Acriflavin+Astrablau, man sieht schön die unregelmäßige Verteilung der Leitbündel, wie sie typisch ist für einkeimblättrige Pflanzen, zu denen das rote Waldvöglein zählt.

D.Mon

Hallo Jürgen,

sehr schöne Bilder.
Danke fürs Zeigen.

Viele Grüße
Martin
Bitte per "Du" - Martin alias D.Mon
--
Glück kann man nicht kaufen.
Aber man kann ein Mikroskop kaufen und das ist eigentlich dasselbe!
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Mikroskope: Motic Panthera U, Lomo MBS-10
Kamera: Sony ILCE-6400

jcs

@Martin, danke für die Rückmeldung!

Bevor ich mich an eine Wurzel einer Orchidee traue, ist einmal etwas Übung an weniger exotischen Pflanzen angesagt. Im Moment bieten sich da Buchen an, die gerade massenhaft keimen. An mehreren Stellen (z.B. Bild 1) sprießen die zu Hunderten aus dem Boden. Da Buchenwurzeln ebenfalls gerne in Verbindung mit Mykorrhiza-Pilzen treten, sollte da ausreichend Übungmaterial da sein.

Bild 2 zeigt einen Keimling und ein etwas älteres Exemplar, die als erste zur Verfügung stehen mussten. Zuerst waren einmal die Sprosse dran, in der Mitte des jungen Stammes (siehe Markierung im zweiten Bild) habe ich Schnitte gelegt. Das Material lässt sich sehr gut schneiden, 25µm ohne Einbettung waren problemlos möglich.

jcs

Die folgenden Bilder zeigen eine Gesamt- und eine Teilansicht eines gefärbten Schnittes (Acridinrot+Acriflavin+Astrablau) sowie eine Fluoreszenzaufnahme (Blauanregung) eines ungefärbten, frischen Schnittes.