Botanik: Der Grünährige Amarant und innen liegende Leitbündel *

[Fahrenheit]

Liebe Pflanzenfreunde,

in meinem letzten Beitrag habe ich Euch das innen liegende Phloem bei den Solanaceen am Beispiel der Giftbeere vorgestellt. Heute möchte ich einen Blick auf den Spross des Grünen Amarants werfen, bei dem wir eine weitere Besonderheit im Sprossaufbau der zweikeimblättrigen (dikotylen) Pflanzen finden. Diesmal geht es um ganze Leitbündel, die innerhalb des klassischen Leitgeweberings im Markparenchym liegen.
Dies ist nicht zu verwechseln mit dem Sprossaufbau bei den einkeimblättrigen (monokotylen) Pflanzen, deren Leitsystem grundsätzlich aus geschlossen kollateralen Leitbündeln besteht, die im Markparenchym des Sprosses verteilt liegen (z.B. bei Gräsern - Poales oder Palmenartigen - Arecales oder außerhalb der Commeliniden bei den Lilienartigen - Liliales)


Zunächst wie immer einige Informationen zum Grünen Amarant selbst

Der Grünährige Amarant (Amaranthus powellii) ist eine Pflanzenart aus der Gattung Amarant (Amaranthus) innerhalb der Familie der Fuchsschwanzgewächse (Amaranthaceae). Viele Mitglieder dieser Familie haben sich aufgrund ihrer auffälligen und intensiv gefärbten Blütenstände einen festen Platz in unseren Gärten erobert, während sich die etwas weniger präsentablen Wildformen wie der Grünährige und der Zurückgebogene Amarant als Neophyten auch auf unseren Wiesen und in Auen wohl fühlen.

Bild 1: Der Grünährige Amarant

Aus Wikipedia, von User AnRo0002, gemeinfrei

Die Heimat von Amaranthus powellii ist ursprünglich in Süd- und Mittelamerika sowie auf den westindischen Inseln (Neotropis) zu finden. Mittlerweile ist er aber weltweit in wärmeren Gebieten als Neophyt zu finden. In Europa erstreckt sich sein Verbreitungsgebiet nordwärts nur bis Norddeutschland und Polen. In den Alpen steigt er bis in Höhenlagen von etwa 1000 Meter auf.

Der Grünährige Amarant gedeiht in Mitteleuropa auf sommertrockenen bis mäßig trockenen, nährstoffreichen, humosen oder rohen Böden aller Art. Er ist überregional eine Charakterart der Klasse Chenopodietea (Gänsefüße) und oft findet man ihn mit seinem engen Verwandten, dem Zurückgebogenen Amarant (Amaranthus retroflexus). Die beiden sind an der beim Zurückgebogenen oder Rauhaarigen Amarant namensgebenden Behaarung des Sprosses zu unterscheiden, die beim Grünährigen Amarant fehlt.

Bild 2: Spross und Ähren beim Grünährigen Amarant


Als krautige Pflanze erreicht Amaranthus powellii auch bei uns Wuchshöhen von 20 bis 150 Zentimetern. Der verzweigte Stängel ist unterhalb des Blütenstandes fast kahl und grün. Die glänzenden, lebhaft grünen Laubblätter sind bei einer Länge von bis zu 20 Zentimetern rhombisch-eiförmig. An exponierten Stellen kann der Spross der Pflanzen in jeder Altersstufe auch rot überlaufen sein, wie bei meinem Exemplar zu sehen.

Bild 3: Rot überlaufener Spross meiner Pflanze


Die Blütezeit reicht von Juli bis September. Der Gesamtblütenstand ist grün, nicht sehr dicht, die seitlichen Scheinähren sind oft aufrecht bis aufrecht abstehend und viel kürzer als die endständige Scheinähre. Die längeren Vorblätter der weiblichen Blüten sind 5 bis 8 Millimeter lang und haben eine lange Stachelspitze. Die Blütenhüllblätter sind 2 bis 4 Millimeter lang. Die Deckelkapselfrucht reißt bei Reife quer auf.

Bild 4: Fruchtstand des Grünährigen Amarants


Bild 5: Fruchtkapsel des Grünährigen Amarants

Aus Wikipedia, Stefan Lefnaer, CC BY-SA 4.0

Die Amarante zählen zu den ältesten Nutzpflanzen der Menschheit. Genutzt werden vor allem die Samen der an Hirse erinnernden Körner. Bereits bei den Azteken, Inka (Amaranthus caudatus vorwiegend Kiwicha benannt, diese Bezeichnung wird heute noch in der Andenregion verwendet) und Maya waren die getreideähnlichen Körner neben Quinoa und Mais ein Hauptnahrungsmittel. In fast 9000 Jahre alten Gräbern in Mexiko wurden Samen dieser Pflanzen nachgewiesen.

Bild 6: Samen des Grünährigen Amarants

Aus Wikipedia, von Steve Hurst, plants.usda.gov, gemeinfrei

Die hier zusammengestellten Informationen stammen von den folgenden Webseiten, ergänzt aus der darunter angegebenen Literatur:
https://de.wikipedia.org/wiki/Gr%C3%BCn%C3%A4hriger_Amarant
https://www.pflanzen-deutschland.de/Amaranthus_powellii.html
http://blumeninschwaben.de/Zweikeimblaettrige/xKleineFamilien/powellii.htm (Bestimmungsschlüssel)
https://de.hortipedia.com/Amaranthus_powellii
http://floranorthamerica.org/Amaranthus_powellii

Literatur:
Atlas of Stem Anatomy in Herbs, Shrubs and Trees, Schweingruber, Börner, Schulze, Springer 2011, Vol. 1 S. 38 ff. Amarantaceae
Flora von Deutschland und angrenzenden Ländern, Schmeil-Fitschen, Quelle & Meyer, 93. Auflage 2006, S. 227

Bild 7: Herbarbeleg aus dem Herbarium der Pensylvenian State University (PAC)

H.A.Wahl, CC0 1.0 Public-domain


Hier die Informationen zur Präparation

Geschnitten habe ich ein ca. 7 bis 8 mm dickes Sprossstück freistehend auf dem Jung Zylindermikrotom mit Leica Einmalklingen 818 im SHK 11° und SHK 14° Halter.
Die Schnittdicke beträgt wegen des empfindlichen Markparenchyms ca. 60µm. Der 14° Halter schneidet das etwas heikle Material nicht so gut wie der 11° Halter (beide Darmstadt).

Fixiert wurden diese für ca. 18 Stunden in AFE mit einmaligem Wechsel nach 5 Stunden. Nach Überführen in Aqua dest. waren die Schnitte dann bereit für die Färbung.

Die Färbung ist W3Asim I nach Rolf-Dieter Müller. Gefärbt habe ich mit dem Farbgemisch für ca. 8 Minuten mit einmaligem leichten Erwärmen.

Anschließend habe ich wieder gut mit Aqua dest. gespült und für ca. 8 Stunden mit einmaligem Wechsel des Wassers sanft differenziert.

Eingedeckt wurden die Schnitte nach gründlichem Entwässern mit reinem Isopropanol wie immer in Euparal.


Kurz zur verwendeten Technik

Die Aufnahmen sind auf dem Leica DMLS mit dem NPlan 5x sowie den PlanApos 10x, 20x und 40x entstanden. Die Kamera ist eine Panasonic GX7, die am Trinotubus des Mikroskops ohne Zwischenoptik direkt adaptiert ist. Die Steuerung der Kamera erfolgt durch einen elektronischen Fernauslöser. Die notwendigen Einstellungen zur Verschlusszeit und den Weißabgleich führe ich vor den Aufnahmeserien direkt an der Kamera durch. Der Vorschub erfolgt manuell anhand der Skala am Feintrieb des DMLS.

Alle Mikroaufnahmen sind mit Zerene Stacker V1.04 (64bit) gestackt. Die anschließende Nachbereitung beschränkt sich auf die Normalisierung und ein leichtes Nachschärfen nach dem Verkleinern auf die 1024er Auflösung (alles mit XNView in der aktuellen Version). Bei stärker verrauschten Aufnahmen lasse ich aber auch mal Neat Image ran.

Bei der Makroaufnahme des Präparates vom verwachsenen Sprossquerschnitt (Bilder 13 & 14) kam Topaz Gigapixel AI zum Einsatz (https://www.topazlabs.com/gigapixel-ai). Die von Holger hier im Forum angesprochene Anwendung kann bei bestimmten Aufnahmekonditionen tatsächlich kleine Wunder wirken, man muss jedoch ein Auge auf Artefakte haben ...


Und nun zu den Präparaten

Schauen wir zunächst einmal nach den innen liegenden Leitbündeln!

Bilder 8a-d: Querschnitt des Sprosses von Amaranthus powellii in der Übersicht, Bilder 8b&d mit Beschriftung





Schauen wir uns den Sprossquerschnitt von außen nach innen an. Zunächst sehen wir, was wir bei einer Dikotyledone erwarten: Unterhalb von Cuticula (Cu) und Epidermis (Ep) finden wir ein Kollenchym (Kol und das Rindenparenchym (RP). darauf folgen Phloem (Pl) und Cambium (Ca) sowie das Xylem (Xl) in einem geschlossenen Ring teils mit verholztem Festigungsgewebe (Skl).
Dann wird es aber schon seltsam! In den Bildern 8a&b drängt sich auf etwas 01:00 Uhr ein komplettes Leitbündel ins Bild, das halb im Xylem 7 Sklerenchym und halb im darauffolgenden Markparenchym (MP) eingebettet ist.
Weiter innerhalb liegen viele weitere komplette Leitbündel im Markparenchym - die an gekündigte Besonderheit ist gefunden.
In den Bildern 8c&d finden wir das oben angesprochene Leitbündel (halb im Xylem, halb im Markparenchym) zentral im Bild (komplett mit Phloem, Xylem, Tracheen und primärem Xylem!) und daneben eines der primären Leitbündel des Sprosses lang gestreckt mit einem recht kleinen Phloemnest außen am Rindenparenchym gefolgt von einigen über die ganze Dicke des Xylemrings verteilten Tracheen (T). Die letzte Trachee ordne ich dem primären Xylem (pXl) zu, insbesondere, da die sie umgebenden Zellen des Xylemparenchyms nicht lignifiziert sind (blaugrüne Zellwände).

Bilder 9a-e: Eine ähnliche Stelle, nun mit dem regulären Leitgewebering im Fokus. Bilder 9b&e mit Beschriftung




   

Wir finden die selbe Anatomie wie schon oben anhand der Bilder 8 beschrieben. Die Bilder 9c bis e sollen den Blick für den Aufbau des Leitgewebes im Ring selbst schärfen. Auffällig hier insbesondere die relative kleine Phloeminsel (Pl) an der Außenseite (links) sowie die weit gestreuten Tracheen (T), die in einem fast komplett verholzten Xylemparenchym / Sklerenchym liegen. nach innen hin folgen dann primäres Xylem (pXl) und Sklerenchym (Skl).

Nun stellt sich natürlich die Frage, womit wir es hier zu tun haben. Innen liegende Leitbündel? Das könnten doch einfach auch Blattspuren sein, die - wie bei manchen Pflanzen üblich - zunächst ins Markparenchym abzweigen und den Leitbündelring auf Höhe des Blattansatzes dann komplett durchstoßen.
Brauchen wir nun Längsschnitte zum Beweis? Ich denke nicht!

Folgende Argumente sprechen dafür, dass wir es hier wirklich mit im Markparenchym verlaufenden zusätzlichen Leitbündel zu tun haben. Ja sogar, dass es sich keinesfalls um Blattspuren oder sogar um Quellen von Blattspuren handeln kann.

- Der sehr kleine Phloemanteil im Leitgewebering reicht im Vergleich zur gesamten Querschnittsfläche des Sprosses sicherlich nicht aus, die Transportaufgaben komplett zu übernehmen.   
- Gleiches gilt für die relativ geringe Anzahl der zugegebener Maßen recht großen Tracheen dort.
- Auf der anderen Seite ist die Anzahl der innen liegenden Leitbündel im Vergleich zur Anzahl der Blätter am Spross deutlich zu hoch

Somit kann es sich hier nicht um Blattspuren handeln.

Schauen wir noch einmal genauer hin:

Bilder 10a-d: Innen liegendes Leitbündel aus dem Spross von Amaranthus powellii, Bilder 10b&d mit Beschriftung





Wieder Phloem, Xylem und Tracheen, wie wir es schon von den vorangegangenen Bildern aus den Serien 8 und 9 kennen. Genauer gesagt, wir sehen ein geschlossen kollaterales Leitbündel: das Cambium fehlt. Dies reicht alleine nicht, um eine Blattspur zu verneinen, da viele Blätter im Leitgewebe der Blattstiele ebenfalls kein Cambium aufweisen (eine Ausnahme finden wir z.B. beim Efeu Hedera helix).

Schauen wir uns nun noch einige weitere Details vom Spross des Grünährigen Amarants an:

Bilder 11a-g: Details vom Spross des Grümährigen Amarants, teils Aufnahmen vom frischen ungefärbten Schnitt, Bild 11b im Polarisationskontrast, Bild 11g mit Beschriftung.






 

Zunächst sehen wir eine der erhabenen Kanten des Sprosses im frischen, ungefärbten Schnitt, zunächst in der Übersicht und dann in folgenden höheren Vergrößerungen. Auffällig hier ist das stark ausgeprägte Kollenchym, das auch im frischen Schnitt gut zu erkennen ist.
Im Markparenchym finden sich einige Zellen mit Amyloplasten, das auch die Pol-Aufnahme verdeutlicht.
Zum Schluss noch zwei gefärbte Bilder von einem kurzen, mehrzelligen Trichom.

Das von mir genommene Probestück zeigte an einer Stelle eine Verwachsung, die zu einem in etwa nierenförmigen Querschnitt führte. Leider war der Durchmesser insgesamt zu groß, um ihn mit dem Übersichtsobjektiv in Gänze zu erfassen.

Hier zunächst einmal ein Paar Details:

Bilder 12a-d: Details von der Verwachsung im Querschnitt, Bilder 12b&d mit Beschriftung





Die ersten beiden Bilder zeigen den tiefen Einschnitt im Spross, an dessen Ende keine direkte Verletzung bzw. kein Kallus zu erkennen ist. Es handelt sich somit wohl um eine lokale Wachstumsstörung. In den Bildern 12c&d dann wieder der oben schon geschilderte Sprossaufbau mit den innen liegenden geschlossen kollateralen Leitbündeln.

Nun möchte ich Euch aber dich eine Übersicht zeigen. Ein Stitch aus gestapelten Bildern kam nicht in frage, also habe ich es mit einer Makroaufnahme mit dem Handy probiert und diese entsprechend zugeschnitten:

Bild 13: Makroaufnahme vom Spross im Querschnitt


Die Bearbeitung hier: Zugeschnitten und auf 1024er Auflösung verkleinert, anschließend leicht geschärft. Nicht sehr überzeugend ... die Unterlage bildet übrigens ein Kosmetiktuch ...

Was also tun? Die Tage hatte Holger das Programm Gigapixel AI von Topaz empfohlen, dessen Hauptzweck das verlustfreie - wenn nicht sogar verbessernde - Vergrößern von Bildern ist um diese z.B. im Großformat drucken zu können. Es gibt eine kostenlose Testversion (Link oben unter Präparation), ich habe also ein wenig rumprobiert. Hier das Ergebnis:

Bild 14: Die mit Gigapixel AI bearbeitete Aufnahme


Hier wurde das selbe Ausgangsbild mit Gigapixel AI zunächst um den Faktor 4 vergrößert und dann nach entsprechendem Zuschnitt auf die 1024er Auflösung verkleinert.
Klar, das gibt Artefakte, aber das Bild ist um Längen näher am Original als das Handy-Makro, von dem sowohl die Bilder 13 als auch 14 gestartet sind. Klar, dass ich das Programm nun lizenziert habe.

Vielen Dank fürs Lesen, Anregung und Kritik sind wie immer willkommen.

Herzliche Grüße
Jörg

[Wutsdorff Peter]

Guten  Abend Jörg,
wieder ein super Beitrag, Gratulation!
Ich habe bei Dir gelernt, daß die  Probe in AFE fixiert wird.
Du fixierst jedoch den Schnitt in AFE, dann H2O und Färben und Eindecken.
Man spart sich so das Wässern in E70, E50, E30 von jeweils 8 min?
Laß mich bitte nicht dumm sterben[/size][/size]
Gruß Peter

[Fahrenheit]

Lieber Peter,

vielen Dank für Dein Lob, das mich sehr freut!

Hier musst Du etwas genauer lesen (oder ich genauer schreiben): es heisst Überführen in Aqu dest. - vielleicht hätte ich besser stufenweises Überführen geschrieben.
Am Prozess hat sich nichts geändert: aus dem AFE geht es in den von Dir genannten Ethanol-Stufen ins detillierte Wasser.

Herzliche Grüße
Jörg   

[Siegfried]

Hallo Jörg
Ich bin zwar in Hinsicht auf botanische Schnitte so gut wie unwissend.
Habe aber von einem Mikrofreund ein hervorragend erhaltenes Schlittenmikrotom von Ernst Leitz Berlin
übereignet bekommen samt Messern usw.
Habe mir auch schon einen Halter für Einmalklingen zum Mikrotom Gefertigt.
Und will mich  langsam und mit Bedacht auch auf diesem Gebiet belesen und versuchen.
Auch wenn ich selten deine Beiträge kommentiere,. lese und bewundere ich sie immer.
Schon vom Anblick der Fotos, bin ich begeistert.
Und die entsprechenden Informationen, welche du mitlieferst sind für mich interessant.
Auch diesmal wieder.
  Gruß von Siegfried

[jcs]

Hallo Jörg,

sehr interessante Infos. Deine klaren und sehr ausgeprägten Farben in den Schnitten finde ich immer faszinierend, das Differenzieren klappt bei Dir sehr gut!

Den Link zur Entfaltungs-Software finde ich auch spannend, schon faszinierend, was da rauszuholen ist. Im vorliegenden Fall wären mir die Artefakte aber etwas zu dominierend. Da wäre unter Umständen ein Ausflug ins PEG-Business eine gute Alternative.

LG

Jürgen

[Fahrenheit]

Lieber Siegfried. lieber Jürgen,

auch Euch vielen Dank für Euer Lob! Es freut mich sehr, dass Euch mein Beitrag gefällt, ja sogar nützlich ist!

Lieber Siegfried,

viel Spaß beim Einstieg in die Pflanzenschnippelei! Mit dem Leitz bist Du gut bedient. Sicher hast Du schon gesehen, dass es auf der Webseite des MKB jede Menge Infos zur Erstellung pflanzlicher Präparate gibt.

Lieber Jürgen,

du spielst auf die Risse im Präparat an -ich denke nicht, dass PEG-Einbettung da geholfen hätte. Vermutlich hätte ich etwas achtsamer zuschneiden müssen. Leider passiert das oft bei frischen Proben von Sprossen mit einem Kollenchym: einmal eingerissen, pflanzt sich der Riss durch alle Schnitte fort.
Die Gigapixel AI habe ich nur verwendet, um das unschöne Makro vom gesamten Schnitt aufzuhübschen und das hat sie gut hin bekommen. Zumindest reicht es, um die Form der Verwachsung zu erkennen. 

Euch beiden herzliche Grüße
Jörg

[Wutsdorff Peter]

Grüß´ Dich Jörg,
übe Nachsicht mit einem Grufti (81)!
Also es bleibt dabei: Probe  fixieren in AFE, Schnippeln, Schnitt in 70, 50, 30 E, H2O, Färben, Eindecken.
Da ich immer mehrere Schnitte anfertige, hebe  ich sie in 70E auf. Oder wie hebt man Schnitte auf?
Gruß Peter

[Fahrenheit]

Lieber Peter,

ja, alles unverändert. Wenn sich an diesem bewährten Ablauf was ändern würde, weil jemand was wirklich besseres aufgetan hat, würde das im Forum sicher lautstark diskutiert werden und nicht einfach nur in nem Nebensatz daher kommen.

Ja, übriggebliebene Schnitte kannst Du in 70% Ethanol aufbewahren. Das verdunstet natürlich mit der Zeit, Du solltest also je nach Dichtigkeit des Aufbewahrungsgefäßes alle 1 oder 2 Monate mal prüfen und ggf. das Ethanol ersetzen.

Herzliche Grüße
Jörg