Autor Thema: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)  (Gelesen 455 mal)

othum

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Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« am: Juni 27, 2020, 13:43:38 Nachmittag »
Liebe Mitforisten,

heute möchte ich mal wieder ein Beispiel aus der Gruppe der monokotylen Pflanzen vorstellen. Auch diesmal ist den meisten die Pflanze wohl durchaus bekannt, aber hier in dieser Form noch nicht vorgestellt wurde: Das Einblatt, auch Scheidenblatt genannt, eine häufig anzutreffende Zimmer- und Büropflanze.
Ein im mikroskopischen Sinne ähnliches Objekt hat Jörg in einem ganz tollen Beitrag [1] auf der Seite des MKB vorgestellt: Die kleine Flamingoblume, die zwar zu einer anderen Gattung, wohl aber zur gleichen Familie, nämlich den Aronstabsgewächen, gehört und sehr ähnliche mikroskopische Schnitte liefert. Auf diesen Beitrag möchte ich gerne verweisen, da er an Tiefe kaum zu überbieten ist:
http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanik/145.html

Zurück zum Einblatt, zunächst die taxonomische Übersicht:
Klasse: Bedecktsamer (Magnoliopsida) - Monokotyledonen
Ordnung: Froschlöffelartige ( Alismatales )
Familie:    Aronstabgewächse (Araceae)
Unterfamilie: Monsteroideae
Gattung: Spathiphyllum

Zu dieser Gattung gehören etwa 50-60 Arten, die insbesondere in Mittel- und Südamerika beheimatet sind aber auch im Pazifikraum vorkommen [2]. In unseren Breiten werden sie gerne als Zimmerpflanze genutzt, da sie sehr robust sind und nur wenig Sonne brauchen. Außerdem sollen sie luftreinigende Eigenschaften haben und diverse Schadstoffe aus der Lust absorbieren.
Charakteristisch für alle Arten sind die langen, grünen Blätter, die aus dem Rhizom gebildet werden. Sie bestehen aus einem bis zu 80cm langen, runden Blattstiel (ungewöhnlich für Monokotylen) an den sich die meist 10-30 cm großen Blattspreite anschließen, die etwas tropfenförmig aufgebaut sind und eine glänzende Oberseite aufweisen.
Mittendrin wachsen an gleich langen, manchmal etwas längeren, Blattstielen einzelne Blütenblätter, die üblicherweise weiß oder grün sind. Diese Blütenblätter sind zunächst eingerollt, breiten sich im Laufe des Wachstums aus und geben am Ende den Blütenkolben frei. Diese besonderen Hochblätter nennt man „Spatha“ und sind Namensgeber für die Gattung. Die Blüten „halten“ etwa 4 Wochen. Die einzelnen Komponenten des Blütenkolbens sind ziemlich miteinander verwachsen und kaum optisch auseinander zu halten. Es werden reichlich weisse Pollen gebildet.
Konkret vorstellen möchte ich ein Exemplar aus meinem Büro, vermutlich ein Vertreter der Art Spathiphyllum cochlearispathum.

Bild 1 zeigt die Quelle der Probe. Ich habe einen Blütenstandsstiel abgeschnitten und präpariert, sowohl als Frischpraparat als auch nach Fixierung in AFE

Bild 1: Das Einblatt
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Material & Methoden:
Proben: Ein Teil der Probe wurde frisch geschnitten, ein weiterer Teil der Probe wurde zunächst 5-15 Tage in AFE und anschließend bis zu 10 Tage in 70% Ethanol fixiert. Die Proben wurden mit einem Reichert-Jung HN40 Schlittenmikrotom mit Leica 818 Einmalklingen (Deklinationswinkel 150°, Freiwinkel 2°) in Möhreneinbettung geschnitten, Schnittdicke 60µm.
Längsschnitte  wurden aus einer AFE-fixierten Probe gewonnen, die auf einen Holzklotz geklebt war, Mikrotomeinstellungen wie oben.
Ein Teil der Schnitte wurde 3x in Wasser gewaschen und dann direkt in Wasser eingedeckt und mikroskopiert.
Ansonsten wurden die Schnitte der fixierten Proben 3x in 30% EtOH und 3x in Wasser gewaschen und mit W3ASimI[3] gefärbt (7 Min mit einmaligem Erwärmen), mit Wasser gewaschen und in Isopropanol überführt. Diese Schnitte wurden in Euparal eingedeckt und im Wärmeschrank bei 50°C für 1 Woche ausgehärtet.
Mikroskope:  Zeiss Axiovert S100, DL-Halogenbeleuchtung (HAL100) mit KB15 Filter für HF, DF, Ph, bzw. HBO100 zur AL-FL mit IR Sperrfilter und Blauanregungs-Filtersatz (BP450-490; FT 510, LP515), und UV-Anregungs-Filtersatz (BP365, FT395, LP397), Ph-Kondensor mit Klapplinse und NA=0.9, Trinokulartubus mit 2.5x-Projektiv zur Ausleuchtung des „Vollformats“.
Polarisations-Durchlicht:  Zeiss Axioskop 50 mit 50W Halogenlampe für DL mit Blaufilter und B&W Polfilter auf der Halogenlampe, sowie Polfilter des AL-DIC-Filtersatzes. 2x-Projektiv am Trinotubus.
Kamera: Pentax K-1 (36MPx Vollformat), Aufnahmen im RAW Format.
Objektive: EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075; EC-Plan-Neofluar 10x/0.30; PlanApochromat 10x/0.32, PlanApochromat 20x/0.60, Plan Neofluar 40x/0.75, PlanApochromat 63x/1.40Öl, Epiplan HD 20x/0.40.
Aufnahmen: in Lightroom CC Classic entwickelt (Weißabgleich, Belichtungskorrektur, ggf. Sensorflecken entfernt). Für Stacking/Stitching wurde auf 9MPx verkleinert und als TIFF exportiert. Gestackt wurde mit Helicon Focus Pro 7.6.1 (Methode C4), gestitcht mit PTGui Pro 11.28. In Photoshop CC wurde ggf. freigestellt und der Maßstab eingefügt. Zurück in Lightroom wurde geschärft und fein geschliffen sowie als JPG exportiert, für das Forum hier auf 1280 Px Bildbreite weiter verkleinert.


Ergebnisse
Die AFE-fixierten Proben ließen sie sich am Mikrotom gut in Möhreneinbettung schneiden. Allerdings war eine eingestellte Dicke von 60µm nötig, um halbwegs intakte Schnitte zu erhalten. Diese waren aber sehr empfindlich und wickelten sich beim Übertragen um den Pinsel, was zu weiteren „Löchern“ in den Schnitten führte.
Zunächst wurden ungefärbte Schnitte einer AFE-fixierten Probe in Wasser eingedeckt und mikroskopiert.
Bild 2 zeigt den ungefärbten Schnitt im Hellfeld, bei dem naturgemäß nicht viel zu sehen ist. Allerdings lässt sich bereits die grobe Aufteilung des Spross‘ erahnen: Man erkennt einen inneren Bereich mit vielen Leitbündeln. Es fällt sofort auf, dass diese zu einer Ataktostele angeordnet sind. Darüber hinaus erkennt man einen äußeren Leitbündelring. Und leider auch die oben angesprochenen „Löcher“ im Bereich des Marks.
 
Bild 2: Übersicht des ungefärbten Schnitts im HF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Sinn dieser Wassereinbettung war aber, die Primärfluoreszenz dieses Schnitts zu beobachten. Bild 3 zeigt eine Übersichtsaufnahme der Blauanregung, Bild 4 in UV-Anregung. Nun wird der innere Aufbau deutlicher sichtbar als im HF. Der Markbereich mit einzelnen Leitbündeln ist deutlich diurch einen Leitbündelring von einem schmalen parenchymatischen Bereich abgegrenzt. Auch das Abschlussgewebe zeigt eine deutliche Fluoreszenz. Insgesamt war die Intensität der Fluoreszenz doch eher schwach, so dass sehr lange Belichtungszeiten notwendig waren

Bild 3: Übersicht des ungefärbten Schnitts in AL-FL (Blauanregung, EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Bild 4: Übersicht des ungefärbten Schnitts in AL-FL (UV-Anregung, EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
.


Bild 5 und 6 zeigen einen Ausschnitt aus dem äußersten Leitbündelbereich in Blau-, bzw. UV-Anregung. Die Leitbündel werden sehr schön dargestellt. Trotz mehrtägiger AFE- und Ethanol-Fixierung sind noch Reste von Chloroplasten vorzufinden.
 
Bild 5: Detailaufnahme der Leitbündel in AL-FL , Einzelaufnahme (Blauanregung, EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
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Bild 6: Detailaufnahme der Leitbündel in AL-FL , Einzelaufnahme (UV-Anregung, EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
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Sowohl in den Übersichtsaufnahmen, als auch in den Ausschnitten zeigen sich im Bereich der Epidermis immer wieder besonders hell fluoreszierende Stellen. Bild 7 zeigt einen weiter vergrößerten Ausschnitt des Abschlussgewebes. Man erkennt eine Epidermis auf der sich eine fluoreszierende Cuticula gebildet hat. Die in der Übersicht auffallenden hellen Spots sind Stomata, Bild 7 zeigt schön eine solche Spaltöffnung.

Bild 7: Detailaufnahme des Abschlussgewebes mit Stoma in AL-FL , Einzelaufnahme (UV-Anregung, EC-Plan Neofluar 40x/0.70)
.

Um den späteren gefärbten Aufnahmen schon einmal vorweg zu greifen, zeigt Bild 8 denselben Schnitt und dieselbe Spaltöffnung (knapp oberhalb des Maßstabs) nach Färbung in W3A-SimI. Auch hier ist der Spalt gut zu sehen und dass beide Schließzellen ein Organell enthalten, vermutlich Chloroplasten

Bild 8: Detailaufnahme des Abschlussgewebes mit Stoma im HF nach Färbung mit W3A-SimI, Stack aus etwa 40 Aufnahmen, Abstand ~0.5 µm (EC-Plan Neofluar 40x/0.70)
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Da die AFE-Fixierung so einem signifikanten Verlust von Chloroplasten führt wurden auch Frischschnitte angefertigt, mit Wasser gewaschen, in Wasser eingedeckt und sofort mikroskopiert. Da die unfixierten Schnitte noch empfindlicher waren als die AFE-fixierten, wurden keine Übersichtsaufnahmen erstellt.

Bild 9 zeigt einen Ausschnitt des Randbereichs der Probe. Obwohl im einfachen Hellfeld aufgenommen, kann man die Strukturen gut erkennen und man sieht nun deutlich die Grünfärbung des Rindenparenchyms durch Chloroplasten, bzw. ausgetretenes Chlorophyll.

Bild 9: Detailaufnahme des Abschlussgewebes im HF, Frischschnitt, Einzelaufnahme (Plan-Apochromat 10x/0.32)
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Bei gleicher Vergrößerung sieht man nun in der Fluoreszenzanregung (Blauanregung, Bild 10) einen deutlich höheren Anteil an Rotfluoreszenz gegenüber der Grünfluoreszenz im Vergleich zu den AFE-fixierten Proben (Bild 5 & 6)

Bild 10: Primärfluoreszenz des Abschlussgewebes in Blau Anregung (Plan-Apochromat 10x/0.32)
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Mit steigender Vergrößerung lassen sich insbesondere im Hellfeld auch weitere Details herausarbeiten. Zunächst mit dem 40x in HF und Blauanregung, dann mit dem 63er PlanApo in Ölimmersion in HF und UV-Anregung:

Bild 11: Detailaufnahme des Abschlussgewebes im HF, Frischschnitt, Einzelaufnahme (Plan Neofluar 40x/0.75)
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Bild 12: Primärfluoreszenz des Abschlussgewebes in Blauanregung, Frischschnitt, Einzelaufnahme (Plan Neofluar 40x/0.75)
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Bild 13: Detailaufnahme des Abschlussgewebes im HF, Frischschnitt, Einzelaufnahme (Plan-Apochromat 63x/1.40 Öl)
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Bild 14: Primärfluoreszenz des Abschlussgewebes in UV-Anregung, Frischschnitt, Einzelaufnahme (Plan-Apochromat 63x/1.40 Öl)
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Bild 13 zeigt einige längliche Objekte auf dem Schnitt. Aus der Literatur ist bekannt, das Spathiphyllum Oxalat-Kristalle bildet, so dass es hier Nahe liegt, dass es sich um ebendiese handelt. Weiter unten in dieser Vorstellung sieht man solche Objekte auch im gekreuzten Pol-Licht.


Weiter geht es mit gefärbten Schnitten. Zunächst erneut Übersichtsaufnahmen eines mit W3A-SimI gefärbten Schnitts (die Färbeprozedur hat dem Schnitt mechanisch nicht gut getan; im Vergleich zum ungefärbten Schnitt sind weitere Löcher im Bereich des Markparenchyms entstanden). Bild 15 zeigt die Panoübersicht im Hellfeld, Bild 16 im Dunkelfeld und Bild 17 bei gekreuzter Polarisation.

Bild 15: Übersicht des W3A-SimI-gefärbten Schnitts im HF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Bild 16: Übersicht des W3A-SimI-gefärbten Schnitts im DF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Bild 17: Übersicht des W3A-SimI-gefärbten Schnitts gekreuzten Pol-Licht (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Was sieht man: Wenig Überraschendes. Wie bereits durch die intensiv fluoreszierenden Bereiche vermutet, haben wir einen hohen Anteil verholzter Zellen, die entsprechend gut rot eingefärbt werden. Sowohl im Leitbündelring als auch bei den einzelnen Leitbündeln innerhalb des Markparenchyms. Bei gekreuzter Polarisation leuchten auch wieder kleine Nadeln auf, wie sie auch in Bild 13 zu sehen waren, ein weiteres Indiz für Ca-Oxalat-Kristalle

Schauen wir uns die Leitbündel etwas im Detail an. Bild 18 zeigt ein äußeres Leitbündel. Es zeigen sich geschlossen-kollaterale Leitbündel, bedeckt von einer kräftigen Sklerenchymkappe (sehr dickwandige Zellen) und eingebettet in einen Sklerenchymring (im Vergleich zur Sklerenchymkappe deutlich dünnwandiger aber trotzdem verholzt). Gut zu erkennen sind Tracheen, das Phloem sowie das Xylem; auch Mark- und Rindenparenchym.

Bild 18: Leitbündel, W3A-SimI-gefärbt im HF, Stack aus 3 Aufnahmen im Abstand von 1 µm (Plan-Apochromat 20x/0.60)
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Bild 19 zeigt einen etwas weniger vergrößerten Bereich des Leitbündelrings. Man erkennt schön, wie die einzelnen Leitbündel in den Sklerenchymring eingebunden sind. Bild 20 nochmal eine Detaildarstellung eines inneren Leitbündels.

Bild 19: Leitbündelring, W3A-SimI-gefärbt im HF, Stack aus 10 Aufnahmen im Abstand von 3 µm (EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
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Bild 20: Inneres Leitbündel, W3A-SimI-gefärbt im HF, Stack aus 8 Aufnahmen im Abstand von 0,7 µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
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Bild 21 zeigt zum Abschluss nochmal einen Ausschnitt im gekreuzten Pol-Licht.
Bild 21: Leitbündelring, W3A-SimI-gefärbt im HF, Pol-DL, Stack aus 3 Aufnahmen im Abstand von 1 µm (Epiplan HD 20x/0.40)
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Für mich nun eine Premiere: Anfertigung von Längsschnitten! Dazu wurde ein Teil der AFE-fixierten Probe geschnitten und sofort in Wasser mikroskopiert, bzw. nach Färben in W3A-SimI und Eindecken in Euparal.
Die frische Probe zeigt bei kräftigem Kontrast in der Nachbearbeitung ein erwartetes Bild (Bild 22): Man erkennt sowohl den Leitbündelring unterhalb des Abschlussgewebes als auch die inneren Leitbündel (die natürlich nicht ganz parallel zum Schnitt verlaufen, und daher scheinbar in der Länge begrenzt sind).

Bild 22: Längsschnitt ungefärbt (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Bild 23 zeigt noch einmal einen Ausschnitt des Abschlussgewebes. Man erkennt die Epidermis sowie ein vierlagiges Rindenparenchym, gefolgt von großen Zellen des Leitbündels.

Bild 23: Abschlussgewebe, ungefärbt im HF, Stack aus 10 Aufnahmen im Abstand von 0,5 µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
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Interessante Details erschließen sich noch einmal in der AL-Fluoreszenz. Sowohl bei Blau- (Bild 24) als auch bei UV-Anregung (Bild 25) erkennt man schon die verholzten Strukturen der Leitbündel. Zusätzlich sieht man aber auch dünne, faserartige Strukturen mit einer Rotfluoreszenz.

Bild 24: Übersicht des ungefärbten Längsschnitts in AL-FL (Blauanregung, EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Bild 25: Übersicht des ungefärbten Längsschnitts in AL-FL (UV-Anregung, EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 2 Aufnahmen)
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Bei einer stärkeren Vergrößerung (Bild 26) sieht man schön, dass sich hier neben des „Fasern“ auch punktförmige Rotfluoreszenzquellen in den Zellwänden des Markparenchyms zeigen.

Bild 26: Detailaufnahme des Markparenchyms in AL-FL , Einzelaufnahme (Blauanregung, EC-Plan Neofluar 10x/0.30)
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Dagegen zeigen die Aufnahmen im Bereich des Leitbündelrings keine Überraschungen sondern die von den entsprechenden Querschnittaufnahmen zu erwarteten Bilder (Bild 27 & 28). Man erkennt die lignifizierten Zellen der Leitbündel, die Epidermis inklusive Cuticula, die Reste der Chloroplasten.

Bild 27: Detailaufnahme der Leitbündel in AL-FL , (Blauanregung, EC-Plan Neofluar 10x/0.30, Stack aus 3 Aufnahmen, Abstand 3 µm)
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Bild 28: Detailaufnahme der Leitbündel in AL-FL , (UV-Anregung, EC-Plan Neofluar 10x/0.30, Stack aus 3 Aufnahmen, Abstand 3 µm)
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Bild 29 zeigt einen Bereich der zwischen zwei Leitbündeln liegt und daher nur den Sklerenchymring aufweist, zusätzlich ist an der Epidermis ein Stoma zu erkennen.

Bild 29: Detailaufnahme zwischen zwei Leitbündeln in AL-FL , (UV-Anregung, EC-Plan Neofluar 10x/0.30, Stack aus 3 Aufnahmen, Abstand 3 µm)
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Eine noch stärkere Vergrößerung (Bild 30)  eines Leitbündels zeigt bei UV-Anregung sehr schön die Tüpfel der Tracheen.

Bild 30: Detailaufnahme eines Leitbündels in AL-FL , (UV-Aanregung, EC-Plan Neofluar 40x/0.750, Stack aus 7 Aufnahmen, Abstand 0,7 µm)
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Abschließen möchte mich mit W3A-gefärbten Längsschnitten. Zunächst (Bild 31) eine Übersicht.

Bild 31: Übersicht des W3A-SimI-gefärbten Schnitts im HF (EC-Plan Neofluar 2.5x/0.075, Pano aus 4 Aufnahmen)
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Die letzten Aufnahmen zeigen bei verschiedenen Vergrößerungen Details der Leitbündel, wobei erneut die Tüpfel der Tracheen sehr schön zu erkennen sind.

Bild 32: Leitbündel, W3A-SimI-gefärbt im HF, Stack aus 30 Aufnahmen im Abstand von 1 µm (Plan-Apochromat 20x/0.60)
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Bild 33: Leitbündel, W3A-SimI-gefärbt im HF, Stack aus 10 Aufnahmen im Abstand von 1 µm (Plan Neofluar 40x/0.75)
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Bild 34: Leitbündel, W3A-SimI-gefärbt im HF, Stack aus 5 Aufnahmen im Abstand von 1 µm (Plan-Apochromat 20x/0.60)
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Bild 35: Gleiches Motiv wie Bild 34, allerdings Stack aus etwas tiefer liegenden Ebenen. Leitbündel, W3A-SimI-gefärbt im HF, Stack aus 5 Aufnahmen im Abstand von 1 µm (Plan-Apochromat 20x/0.60)
.


Ich hoffe, Ihr habt es bis hierhin geschafft ;) und Euch gefällt dieser Beitrag.
Ich freue mich über jegliches Feedback.
Bis dahin: Viel Spaß beim Lesen!
Beste Grüße, Oliver



Literatur:

[1] http://www.mikroskopie-bonn.de/bibliothek/botanik/145.html
[2] https://de.wikipedia.org/wiki/Spathiphyllum
[3] http://www.mikroskopie-bonn.de/_downloads/MKB_Artikel_W3Asim_I_und_II_RDM_WSS_110619_1.pdf
Zeiss Axiovert S100 HF/Ph, Auflicht-FL
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Jürgen Boschert

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #1 am: Juni 27, 2020, 14:25:18 Nachmittag »
Hallo Oliver,

einfach toll. Vielen Dank!
Beste Grüße !

JB

unkenheini

  • Member
  • Beiträge: 97
Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #2 am: Juni 27, 2020, 20:08:38 Nachmittag »
Moin Oliver
vielen Dank für Ihren tollen Beitrag.Ich finde es super, dass Sie die Präparierschritte,und die verwendeten Objektive mit beschrieben haben.Auch das Sie sowohl Längs.-und Querschnitte in verschiedensten Kontrastverfahren zeigen ist klasse! Sehr gerne mehr.
Mit freundlichen Grüßen
Jörg
Mit freundlichen Grüßen
Jörg G.

p.s. Mir ist es lieber mit Du angesprochen zu werden als mit Sie.Danke.

jcs

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #3 am: Juni 28, 2020, 13:36:16 Nachmittag »
Hallo Oliver,

danke für's Zeigen dieser sehr umfangreichen und präzisen Dokumentation! Ich finde es auch sehr fein, dass Du so detailliert Deine Arbeitsweise darstellst, da kann man sich einiges abschauen.

Eine Frage habe ich auch noch: Du schreibst, dass Du in Helicon Focus die Methode "C4" verwendest. In meiner Version sehe ich nur "Mittelwert", "Tiefenbild" und "Pyramide". Worauf bezieht sich C4?

LG

Jürgen

mikropit

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #4 am: Juni 28, 2020, 14:00:58 Nachmittag »
Hallo Oliver, wieder mal eine sehr beeindruckende, ausführliche Arbeit mit viel Liebe zum Detail. Du schreibst, dass Du bei den Fluoreszenzaufnahmen recht lang belichten musstest. Wie lange war das?
danke Peter - mikropit
mikropit

othum

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #5 am: Juni 28, 2020, 18:51:22 Nachmittag »
Hallo Oliver,

einfach toll. Vielen Dank!

Hallo Jürgen,

vielen Dank!

Beste Grüße, Oliver
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othum

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #6 am: Juni 28, 2020, 18:51:55 Nachmittag »
Moin Oliver
vielen Dank für Ihren tollen Beitrag.Ich finde es super, dass Sie die Präparierschritte,und die verwendeten Objektive mit beschrieben haben.Auch das Sie sowohl Längs.-und Querschnitte in verschiedensten Kontrastverfahren zeigen ist klasse! Sehr gerne mehr.
Mit freundlichen Grüßen
Jörg

Hallo Jörg,

vielen Dank!

Beste Grüße, Oliver
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othum

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #7 am: Juni 28, 2020, 18:53:20 Nachmittag »
Hallo Oliver,

danke für's Zeigen dieser sehr umfangreichen und präzisen Dokumentation! Ich finde es auch sehr fein, dass Du so detailliert Deine Arbeitsweise darstellst, da kann man sich einiges abschauen.

Eine Frage habe ich auch noch: Du schreibst, dass Du in Helicon Focus die Methode "C4" verwendest. In meiner Version sehe ich nur "Mittelwert", "Tiefenbild" und "Pyramide". Worauf bezieht sich C4?

LG

Jürgen

Hallo Jürgen, danke für das Lob.

In meiner Version von Helicon Focus heisst es "Methode C (Pyramide)", als Glättung habe ich dann den Wert "4" gewählt.

Beste Grüßem Oliver
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othum

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #8 am: Juni 28, 2020, 19:01:52 Nachmittag »
Hallo Oliver, wieder mal eine sehr beeindruckende, ausführliche Arbeit mit viel Liebe zum Detail. Du schreibst, dass Du bei den Fluoreszenzaufnahmen recht lang belichten musstest. Wie lange war das?
danke Peter - mikropit

Hallo Peter,

danke für die lobenden Worte.

Bei den FL-Aufnahmen hatte ich folgende Werte:

Fixierte Proben:

Bild 3: 10'' bei ISO200 ("Normalerweise" komme ich hier mit 2' bei ISO 100 aus, also Faktor 10, bzw. gut 3 Blendenstufen weniger)
Bild 4: 10'' bei ISO400

Bild 5: 2.5'' bei ISO 100
Bild 6: 10'' bei ISO 100
Bild 7: 2.5'' bei ISO 100

Frische Proben:
Bild 10: 10'' bei ISO 100
Bild 12: 1'' bei ISO 200
Bild 14: 2'' bei ISO 200 (und das bei NA=1.4!)

Allerdings muss ich auch sagen, dass bei UV-Anregung ein BP Filter mit nur 30% Transmission verbaut ist (darum hat UV-Anregung deutlich längere Belichtungszeiten als Blauanregung).

Beste Grüße, Oliver


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Fahrenheit

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #9 am: Juni 29, 2020, 06:49:30 Vormittag »
Lieber Oliver,

danke für Deinen interessanten Beitrag mit seine nguten Aufnahmen und schön, dass Dir mein Beitrag zur Kleinen Flamingoblume auf der MKB Seite gefallen hat!

Die Anatomie der Sprosse ist bei den Monokotyledonen immer mehr oder weniger gleichartig: Die geschlossen kollateralen Leitbündel liegen über den gesammten Querschnitt im Mark verstreut und ggf. gibt es zum Aussenrand hin einen Ring kleinerer und dicht beieinander stehender Bündel. Die Ähnlichkeit besteht also nicht nur innerhalb der Familie der Aronstabgewächse.

Natürlich habe ich Deinen Thread gelistet.

Herzliche Grüße
Jörg
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Arbeitsmikroskop: Leica DMLS
Zum Mitnehmen: Leitz SM
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mikropit

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #10 am: Juni 29, 2020, 11:06:20 Vormittag »
Hallo lieber Oliver!
VIELEN Dank für Deine ausführlichen Belichtungsangaben. Ich blicke es aber im Moment nicht. Sind die ( '' ) 2 Striche Minuten oder Sekunden?  Nachdem Du bei Bild 3schreibst, dass Du da normalerweise mit 2 ' auskommst.
VG Peter mikropit
mikropit

othum

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Re: Botanik: Einblatt (Spathiphyllum)
« Antwort #11 am: Juni 29, 2020, 11:56:27 Vormittag »
Hallo lieber Oliver!
VIELEN Dank für Deine ausführlichen Belichtungsangaben. Ich blicke es aber im Moment nicht. Sind die ( '' ) 2 Striche Minuten oder Sekunden?  Nachdem Du bei Bild 3schreibst, dass Du da normalerweise mit 2 ' auskommst.
VG Peter mikropit

Sorry, sollten immer '' sein, also Sekunden.

Beste Grüße, Oliver
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