Moos- mehr drin als man denkt - 1. Teil: Ciliaten

Begonnen von Martin Kreutz, März 12, 2021, 19:21:24 NACHMITTAGS

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Martin Kreutz

Liebes Forum,

Ole und ich möchten hier in einer Gemeinschaftsarbeit unsere Fotoausbeute aus Untersuchungen von Moosproben zeigen. Mit den Moosproben haben wir uns die letzten 6 Wochen beschäftigt und viele Protozoen und Metazoen gefunden, die wir hier vorstellen möchten.

Alles begann damit, dass es von Mitte Januar bis Anfang Februar eine Periode mit Dauerfrost gab, was immer eine harte Zeit für Tümpler ist, wenn alle Fundorte zugefroren sind und man leichtsinniger Weise den letzten verbliebenen Probenvorrat auf dem Balkon stehen ließ, der dann auch durchgefroren ist. Während ich mich in dieser Zeit mit spannenden Archivierungsarbeiten beschäftigte, hatte Ole eine bessere Idee und kratze etwas Moos von den Bäumen in seiner Umgebung und setzte sie mit etwas Wasser an. Schon kurz danach schickte er mir seine ersten Fotos und da waren interessante Arten dabei, die ich vorher noch nie gefunden habe. Das war dann ein motivierender Antrieb, mal spazieren zu gehen und Moos von verschiedenen Stellen zu sammeln. Ich habe die Orte der Probennahme fotografiert und möchte hier nur 2 zeigen, die sich später als besonders ergiebig herausgestellt haben:




Die gesammelten Moosarten haben wir beide nicht näher bestimmt, obwohl Ole zumindest bei den häufigeren Arten dazu in der Lage ist. Es ging uns eher um das "Material" Moos und was man darin finden kann.

Das Ansetzen der Moosproben kann unterschiedlich geschehen. Während Ole seine Proben nur angefeuchtet und nach 1 -2 Tagen ausgedrückt hat, habe ich meine Moosstücke in Petrischalen gelegt und so hoch mit Wasser angefüllt, dass sie fast bedeckt waren. Das Moos stand sozusagen in Wasser:



Die Präparation ist also an Einfachheit nicht zu überbieten. Obwohl die eingelegten Moosstücke steintrocken waren, entwickelten sich nach dem Kontakt mit Wasser bereits nach 12 h die ersten Organismen. Dabei dominieren bdelloide Rädertiere und Ciliaten. Später setzt eine schöne Dynamik ein, wodurch in den darauffolgenden Tagen sich die Zusammensetzung der Arten änderte. Tardigraden, Nematoden, Flagellaten und Testaceen kommen hinzu. Auch unerwartete Funde wie Cyanophyceen stellten sich ein. Also, für jeden etwas dabei!

In Ole's und meinen Moosproben stellten sich teils identische, an diesen Lebensraum angepasste Arten ein. Daher haben wir einige Objekte parallel fotografiert. In den unten gezeigten Fotos haben wir versucht, unsere Aufnahmen gemischt zu zeigen.

Ole hat für seine Aufnahmen ein die Objektive 20/0,70, 40/1,3 Öl und 60/1,4 Öl an einem Olympus BHS genutzt und ein 40/1.3 Öl an einem Zeiss Axiophot. An beiden Mikroskopen hat er mit einem Kondensor 0.9 gearbeitet. Meine Aufnahmen sind mit den Objektiven 40X/0.75, 60X/0.9 und 100X/1.3 an einem Olympus BX 50 entstanden. Ich verwende einen Kondensor 1.4, der für das 100X mit Wasser immergiert wurde. Alle Aufnahmen im DIK.

Eines der ersten fotogenen Objekte, welches man schon nach 1 Tag in den Moosproben finden kann, ist der cyrtophoride Ciliat Chilodonella gouraudi. Dieser Ciliat wurde auch schon von Wolfgang ("liftboy") hier im Forum gezeigt (https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=39473.0). Er ist abstrakt geformt mit mehreren Zacken am hinteren Körperrand, die auch variabel gestaltet sein können. Mit ca. 40 µm ist er recht klein und nur mit starken Objektiven gut zu studieren. Typisch Chilodonella läuft er gerne auf dem Deckglas, so dass sich die Ventralseite mit der Reusenöffnung gut fotografieren lässt:


Md = Mundöffnung (Reuse)
rCr = rechte Cilienreihen
lCr = linke Cilienreihen

Legt man bei Chilodonella gouraudi den Fokus etwas tiefer, erkennt man den ovalen Makronukleus und die beiden, diagonal stehenden kontraktilen Vakuolen:


Man = Makronukleus
vkV = vordere kontraktile Vakuole
hkV = hintere kontraktile Vakuole
rS = radiäre Strahlen

Drückt man ein Deckglas auf das feuchte Moos, so dass sich ein Wasserfilm darunter bildet, dann sammeln sich viel Chilodonella gouraudi darauf. Nach einiger Zeit findet man an das Deckglas geheftete Cysten von Chilodonella gouraudi:



Ebenfalls schon nach einem Tag taucht ein Ciliat aus einer unerwarteten Gattung auf, der etwas mehr Farbe bietet. Es handelt sich um Nassula picta. Die farbigen Nahrungsvakuolen deuten darauf hin, dass es im Moos reichlich Cyanophyceen gibt, von denen sich Nassula ausschließlich ernährt. Nassula picta wird nur ca. 90 µm lang, hat eine deutliche Alveolenschicht, keine Extrusomen und eine zentral gelegene kontraktile Vakuole:


RE = Reuse
AV = Alveolenschicht
EP = Exkretionsporus der kontraktilen Vakuole
KV = kontraktile Vakuole
Ma = Makronukleus

Presst man Nassula picta stark, so erkennt man das sogenannte Synhymenium. Dabei handelt es sich um ein Wimpernband, welches unterhalb der Reuse beginnt (sozusagen an der "Unterlippe"),  nach links um den Zellkörper verläuft und schließlich dorsal in der Mitte endet (sozusagen im "Nacken"). Auf dem folgenden Foto erkennt man fast das gesamte Synhymenium (auf die Basalkörper fokussiert), weil sich der Ciliat von links zeigt:


RE = Reuse
SYN = Synhymenoium (= hypostomiales Wimpernband)

Was man in Moosproben ebenfalls nicht direkt erwartet hätte, sind sessile, peritriche Ciliaten. Der folgende Fund ist eine Opercularia. Die Gattung erkennt man daran, dass die schnauzenförmige Verlängerung des Peristoms außen keinen Wulst trägt. Zudem zeichnet Opercularia ein großer Mundtrichter aus, das Vestibulum. Die Art konnte auf Grund des sehr dünnen, ungestreiften Stiels identifiziert werden, was ein Merkmal von Opercularia coarctata ist. Damit die Exemplare Nahrung herbeistrudeln können, darf die Schichtdicke nicht zu hoch sein. Dann erkennt man schön die Wimpernspirale auf dem ausgestreckten Peristomdiskus und auch herbeigestrudelte Nahrung (Pfeil; möglicherweise sind dies auch Reste von Nahrung, die über den Mundtrichter abgegeben wurden und sich zum Zeitpunkt der Aufnahme im Nahrungswasserstrom des strudelnden Ciliaten befanden). Die Nahrungsvakuolen sind typischer Weise oval oder spindelförmig:


Pd = Persistomdiskus
Mt = Mundtrichter (= Vestibulum)
WS = Wimpernspirale
Man = Makronukleus
Min = Mikronukleus
NV = Nahrungsvakuole

Der Makronukleus ist hufeisenförmig und liegt quer in der Zelle. Daran anliegend der Mikronukleus:


Man = Makronukleus
Min = Mikronukleus
St = Stiel
Ps = Pellikulastreifen
NV = Nahrungsvakuolen

Zu den größeren Ciliaten in den Moosproben gehört der charakterisch geformte Phacodinium metchnikoffi. Er wird ca. 140 µm lang. Vom Aufbau ist er vergleichbar mit Blepharisma, mit einer langen Membranellzone, welche bis zum Hinterende reicht und auf der linken Körperseite verläuft. Hier eine Übersichtsaufnahme:



Bei höherer Vergrößerung erkennt man, dass die adorale Membranellenzone aus Cirren besteht, die aus doppellagig verklebten Cilien gebildet werden. Legt man den Fokus etwas höher, erkennt man als weiteres, charakteristisches Merkmal deutliche Rippen, die in Längsrichtung verlaufen:


DLC = Doppellagig verklebten Cilien
MO = Mundöffnung

Bei einem leicht gequetschen Exemplar wird der wurstförmige Makronukleus sichtbar, dem mehrere Mikronuklei anliegen. Interessant dabei ist, dass alle Mikronuklei auf der linken Seite des Makronukleus liegen, an der auch die Membranellenzone verläuft. Eventuell eine Anpassung an einen möglichst effektiven Genaustausch im Falle einer Konjugation:


Man = Makronukleus
Min (+ Pfeile) = Mikronuklei
aMz = adorale Membranellenzone
Nv = Nahrungsvakuole
kV = kontraktile Vakuole

Alle bisher gezeigten Ciliaten sind entweder Bakterienfresser oder reine Vegetarier. Aber in den Moosrasen ist das komplette Beute/Räuber-Spektrum enthalten und so findet man auch schnell die Räuber in dieser einzigartigen Biozönose. Besonders die Vertreter der Gattung Spathidium haben sich an die extremen Verhältnisse zwischen Austrocknung und Vernässung angepasst. Hier der besonders charakteristische Vertreter Epispathidium amphoriforme (vorher Spathidium amphoriforme), welcher den typischen, spatelförmige Mundspalt aufweist, der dicht mit Extrusomen bestückt ist. Die Art ist recht variabel in Größe und Form, je nach Nahrungsangebot. Auch die Kernverhältnisse können variabel sein. So kann der Makronukleus kurz oder lang wurstförmig oder auch perlschnurförmig sein. Jedoch sind immer mehrere Mikronuklei enthalten. Hier zuerst ein frei schwimmendes Exemplar (links) und ein Exemplar mit perlschnurfömigem Makronukleus (rechts):

 

Und hier eines mit einem wurstförmigen Makronukleus, an dem sich auch besser die Mikronuklei (Pfeile) erkennen ließen:


Ex = Extrusome
Man = Makronukleus
kV = kontraktile Vakuole
Pfeile = Mikronuklei

Wir können hier nur einen sehr kleinen Einblick in die große Vielfalt an interessanten Ciliaten geben, welche sich in unseren Moosproben innerhalb weniger Tage entwickelte. Viele dieser Arten kommen ausschließlich in Moosen vor. Wir haben in unserer Darstellung natürlich unterschlagen, das "Moos" nur ein Oberbegriff für zahlreiche Arten ist, die wiederum an die unterschiedlichsten Standorte angepasst sind. Es ergibt sich also ein weites Feld an leicht verfügbarem Untersuchungsmaterial, mit vielleicht unterschiedlichen Zusammensetzungen an Bewohnern.

Im nächsten Teil wollen wir auf einige Rotatorien eingehen, welche in Moosproben zu finden sind.

Viel Spass beim lesen und anschauen

Ole und Martin


Peter Reil

Hallo,

so stelle ich mir Teamwork vor - danke für eure tolle Zusammenstellung!

Gleich morgen früh werde ich die vom Dach gefallenen Moospolster einsammeln und selbst mal sehen, ob ich was ähnliches finde.

Freundliche Grüße
Peter
Meine Arbeitsgeräte: Olympus BHS, Olympus CHK, Olympus SZ 30

Martin Kreutz

Hallo Peter,

und das unter Einhaltung aller Corona-Regeln!

So stellen wir uns das vor! Selber sammeln und selber schauen! Sehr gut!

Martin

plaenerdd

Hallo Martin und Ole,
feine Sache diese Wintertümpler-Moospolster!  Ich habe auch einige Proben, von denen ich immer nur einen Teil eingewicht und untersucht habe. Den Rest habe ich langsam und kühl trocknen lassen. So kann ich jeder Zeit Bärtierchen "machen".
Zitat von: Martin KreutzObwohl die eingelegten Moosstücke steintrocken waren, entwickelten sich nach dem Kontakt mit Wasser bereits nach 12 h die ersten Organismen
Diese Aussage verwundert mich etwas. Ich möchte behaupten, dass man schon nach einer halben Stunde erste Ciliaten herumflitzen sieht. Auch die ersten Rädertierchen waren bei mit immer schon nach spätestens 45min voll entfaltet und haben munter gestrudelt. Bärtierchen brauchen auch nicht länger, zumindest bei Zimmertemperatur. Ich beobachte gerne das eingelegte Moss in der Petrischale am Inversen Mikroskop.
Beste Grüße
Gerd
Fossilien, Gesteine und Tümpeln mit
Durchlicht: Olympus VANOX mit DIC, Ph, DF und BF; etliche Zeiss-Jena-Geräte,
Auflicht: CZJ "VERTIVAL", Stemi: MBS-10, CZJ SMXX;
Inverses: Willovert mit Ph

Martin Kreutz

Hallo Gerd,

Danke für diese Ergänzung! Tatsächlich habe ich erst nach ca. 12 h in die Proben geschaut und war schon erstaunt über die Viefalt. Das diese sich schon früher entwickelt haben muss, ist eigentlich logisch.

Martin

MikroMicha

#5
Hallo Martin und Ole,

wieder einmal ein toller Artikel untermalt mit traumhaft guten Bildern. Dass sich in gewässerten Moosproben außer Bärtierchen eine so reichhaltige mikroskopische Fauna und Flora entwickelt, hätte ich nicht erwartet. Ich bin schon auf den 2. Teil eurer "Mikrosafari" gespannt  :).
Herzliche Grüße sendet

Michael (MikroMicha)

anne

Hallo Martin und Ole,
ich bin absolut begeistert!!!
Nicht nur die Bilder auch die Textergänzungen einfach super!
Da werden erreichbare Ziele/Objekte wunderbar und für jeden nachvollziehbar dargestellt.
Danke dafür!
lg
Anne

A. Büschlen

Hallo Martin und Ole,

eine spannendes Projekt habt ihr da gemeinsam gestartet!
Arbeitet ihr getrennt, oder gemeinsam vor Ort?
Betrachtet ihr die Laub - und Lebermoose getrennt?

Gruss Arnold
Schwerpunkt z.Z.:
- Laub- und Lebermoose.
- Ascomyceten als Bryoparasiten.
- Nikon Optiphot I mit HF, DIC.
- Nikon Microphot mit HF, Pol.
- Zeiss Standard Universal mit HF, Ph, Pol.
- Wild M3Z mit Ergotubus.
- Nikon SMZ-U Zoom 1:10 mit ED Plan Apo 1x.

Michael

Hallo ihr Beiden,

einfach eine Augenweide! Moos ist immer eine zuverlässige Fundgrube - leider nicht für Gastrotrichen.

Ich freue mich schon auf den zweiten Teil.

Viele Grüße

Michael
Gerne per Du

Michael Plewka

Hallo Martin, hallo Ole,

Gratulation zu Eurer fruchtbaren Zusammenarbeit! Ich bin schon auf den nächsten Teil mit den Rotiferen gespannt!

Beste Grüße
Michael Plewka

Ole Riemann

#10
Liebe Mikroskopiefreunde und Mikroskopiefreundinnen,

schönen Dank für Euer Interesse und die anerkennenden Worte. So wie es großen Spaß macht, so ein Projekt zusammen mit Martin zu gestalten, macht es Spaß, wenn die Ergebnisse auf Resonanz stoßen!

Noch eine Ergänzung zu Martins Schilderung der Präparation: Wenn das Ausgangsmoos frei von Sandkörnchen und größeren Detritusbestandteilen ist, kann man es direkt über dem Objektträger ausdrücken. Im Idealfall hat man dann praktisch nur Moosbewohner und feinsten Detritus unter dem Deckglas, so dass auch detaillierte Beobachtungen bei geringer Schichtdicke möglich sind. Die Isolierung einzelner Objekte ist dann für den Hausgebrauch nicht unbedingt nötig; nur wenn man optimale Ergebnisse für die Fotografie anstrebt - z.B. wie Martin mit höchster Kondensorapertur arbeitet -, sollte im Vorfeld das Objekt isoliert werden.

Am Rande eine kurze technische Korrektur - am BHS habe ich Objektive 20/0,70, 40/1,3 Öl und 60/1,4 Öl genutzt; am Axiophot (alle Fotos von Opercularia) ein Plan Neofluar 40/1,3 Öl.

Lieber Arnold: Wir arbeiten räumlich getrennt (Bodensee/Würzburg), sind aber im regelmäßigen Email- und Telefonkontakt. Hinsichtlich der beprobten Moose muss ich gestehen, dass es bei mir an der wissenschaftlichen Sorgfalt bisher mangelt. Ich beprobe wenig selektiv Laubmoose, die an der Basis von Bäumen bzw. auf dünnen Ästchen wachsen. Ich habe in der Mooskunde höchstens Grundkenntnisse und denke, meine bisher untersuchten epiphytischen Moose gehören zu den Gattungen Brachythecium, Eurhynchium, Hypnum und Orthotrichum. Lebermoose habe ich bisher nicht untersucht, Martin schon. Wahrscheinlich wird er sich auch noch äußern.

Lieber Gerd: Ja, auch ich kann sagen, dass unmittelbar nach Befeuchten der Moose und Auspressen viele Organismen quicklebendig vorliegen.

Schöne Grüße

Ole

deBult

Reading the German language is OK for me, writing is a different matter though: my apologies.

A few Olympus BH2 and CH2 stands with DIC and phase optics.
The correct number of scopes to own is N+1 (Where N is the number currently owned).

A. Büschlen

Lieber Ole,

danke für deine Erläuterungen. Euer Projekt ist einfach inspirierend!

Gruss Arnold
Schwerpunkt z.Z.:
- Laub- und Lebermoose.
- Ascomyceten als Bryoparasiten.
- Nikon Optiphot I mit HF, DIC.
- Nikon Microphot mit HF, Pol.
- Zeiss Standard Universal mit HF, Ph, Pol.
- Wild M3Z mit Ergotubus.
- Nikon SMZ-U Zoom 1:10 mit ED Plan Apo 1x.

Martin Kreutz

Hallo zusammen,

vielen Dank für eure netten Kommentare. Dank Ole bin ich auf das von mir bisher unbeachtete Biotop Moos gekommen. Da ich auf Ciliaten spezialisiert bin, war es für mich erstaunlich, wieviel Arten in den gewässerten Moosen auftauchten. Wir haben hier nur eine sehr kleine Aufwahl gezeigt. Da ich es gewohnt bin, meine Objekte größtenteils aus dichtem Schlamm zu isolieren, erschien mir das arbeiten mit den Moosproben geradezu paradiesisch. Die Proben sind klar und mit einer hohen Individuenzahl. Sozusagen jeder Tropfen ein Treffer!

Die Möglichkeiten mit Moosproben sind wirklich sehr vielfältig. Man kann z.B. die Artenzusammensetzungen in verschiedenen Moosarten, verschiedenen Standorten oder auch bei unterschiedlichen Methoden der Wässerung untersuchen. Ein weites Feld! 

Arnold, wir Ole schon sagte, haben wir die untersuchten Moosarten nicht bestimmt (oder besser, nicht bestimmen können). Ich für mein Teil, bin da völlig blank! Soweit ich es beurteilen kann, war bei meinen Proben nur ein einziges Lebermoos dabei. Ich habe ein Foto davon gemacht:



Ich selbst, habe es nicht einmal als Lebermoos erkannt (ja, traurig). Michael Plewka hat eine Probe von mir bekommen, für seine Bdelloidenforschung. Er schrieb mir, das es wohl nicht Frullania ist. Kannst Du aus diesem Foto mehr lesen?

Schönen Abend

Martin

A. Büschlen

Hallo Martin,

das sieht ganz nach Radula complanata aus. Aber: ohne Beleg keine verbindliche Aussage!
Bei den Epiphyten sind Radula complanata und Frullania dilatata bei uns in der Schweiz häufig anzutreffen. Die Gattung Frullania ist sehr gut zu erkennen am Unterlappen der zu einem Wassersack umgebildet ist. Dieser Wassersack ist sehr wohl mit einer guten Handlupe 10x , am Stereomikroskop oder mittels einem mikroskopischen Präparat zu erkennen. Um diese Wassersäcke zu sehen nimmt man einen Trieb und betrachtet ihn von der Unterseite.

Wenn ihr die zu untersuchende Moosflora miteinbeziehen wollt, dann würde ich mit "Lebensräumen" arbeiten. z.B. - Epiphytische Moose, Moose auf Mauern, dabei würde ich noch unterscheiden: Trockenmauern Kalk, TM Silikat, Betonmauern Zement = Kalk; Moose auf Erde, Moose auf Waldboden ect.

In: Die Moose Baden-Württembergs Band 3; ISBN 13-978-3-8001-3278-2 ist ein Bestimmungsschlüssel zu den Grossgruppen eingefügt. Dieser Schlüssel ist aus meiner Sicht gut zu gebrauchen. Leider ist dieses Buch vergriffen.

Gutes Gelingen!

Gruss Arnold
Schwerpunkt z.Z.:
- Laub- und Lebermoose.
- Ascomyceten als Bryoparasiten.
- Nikon Optiphot I mit HF, DIC.
- Nikon Microphot mit HF, Pol.
- Zeiss Standard Universal mit HF, Ph, Pol.
- Wild M3Z mit Ergotubus.
- Nikon SMZ-U Zoom 1:10 mit ED Plan Apo 1x.