blitzschnelle tierchen fotografieren.
wenn ein 15µ-tier 180µ in der sekunde zurücklegt, was tun?
das wären übrigens 21m/sek. beim menschen.
da man ihnen bei hoher vergrösserung niemals folgen kann, muss mit niedriger
vergrösserung fotografiert und dann zb. nur 1/10, oder sogar weniger, fläche ausgeschnitten werden
(dann mit pixel). letzteres bereits bei tieren <30µ.
meist geht´s auch um die deutliche darstellung der wimpern, geisseln, flagellen und zirren.
dieses problem haben die DSRL-kameras die blitzen, wie auch die okular-kameras ohne blitz.
letztere verstärken bzw. erhöhen die empfindlichkeit um 3-8x, was zu deutlichen pixeln führt.
die "blitzer" gehen auf mittlere vergrösserungen mit 50-100 auslösungen, für 1 zufalls-treffer,
brauchen dann aber auch leichte ausschnitte. manche quetschen die tiere. wenn die grösser sind,
sehen dann viele rund- oder oval-gequetscht aus.
aktualisiert: die ideen von gerd ändern aber nichts an der extremen geschwindigkeit der tiere!
gerd, mach mal ein foto eines tieres, das in 0,1 sekunde dein bildfeld verlässt!
... und dann noch in allen möglichen ebenen flitzt.
die unten von gerd aufgezählten 4 martin´schen techniken, erleichtern sicher und minimieren
eventuell von 100 auf 30 aufnahmen, glaube ich. digital ja kein problem.
ich hatte mal eine IR-sensor-lösung wo ein fallendes haar den blitz (inkl. kamera) auslöste.
das war aber im entfernungs-bereich einer normalen kleinbildkamera von ca. 30-50cm. ... sowas wär´s doch!
heinrich: das ändert aber leider nichts an der geschwindigkeit. ich hatte bei einer leitzahl von ca.40/100ASA nie ein problem wegen zu wenig licht.
im gegenteil, ich musste vor den blitzer (einst mit der nikon coolpix 990) immer 1-5 tranpsrent-papiere (je nach vergrösserung) anbringen.
das habe ich schon versucht, bzw. werde es versuchen:
a) kreuz´sche quetschung: bis an die lebensgrenze, grosse dann leider zu flach, tier dann unrealistisch.
ganz kleine, mit zb. 5-10µ, schlecht quetschbar.
b1) tapetenkleister methylan (=methyl-zellulose?): einige "segnen das zeitliche" und z.t. osmotische zersetzung.
ich hatte es event. zu wenig verdünnt. und vor allem bei phasenkontrast stark störende "wolkenbildung".
siehe PH-foto ganz unten auf seite 2.
b2) methylhydroxyethylcellulose und
methylhydroxypropylcellulose wurde 2012 hier mal als sehr gut
bewertet! die passende verdünnung vorausgesetzt, sterben kaum tiere. meine stammlösung hat die
konsistenz von ´warmen honig´.
erweiterung vom 22.10.2020: 2 tage nach anrühren der konz. stammlösung ist sie klar (von alleine, dann
ohne blasen).
stammlösung ca. 1:1 mit plankton langsam verrühren! ergebnis:
sehr gut. nur ganz wenige flagellen
wurden nach längerer zeit abgeworfen. nebeneffekt: viel weniger verdunstung der flüssigkeit.
ich hab in der apotheke 26€ / 100gr. bezahlt ... das reicht für´n ganzen ozean
. unter anderem namen
event. auch billiger zu kaufen. ich kürze den ellenlangen namen so ab:
"MHPC".
b3) vier tapetenkleister probiert: sehr störende riesige klare "fladen" oder "würste" = völlig ungeeignet!
ausserdem sterben viele tiere wegen der zusatzstoffe (z.b. fungizide).
c) magnesiumchlorid-lösung: sehr unterschiedliche wirkung bei verschiedenen arten.
event. tod und abwurf von geisseln, flagellen usw...
d) erwärmung/wärmestarre: heiztisch (eher regelbarer wärmetisch bis max. 40°) nötig und nur wenige
"halten sich dran". öfter tod u. sogar autolyse. schnelles verdunsten. vorherige, separate OT-erwärmung,
neben dem mikroskop, hält nicht lange.
e) ein bekannter ist raucher und hatte es mit freiem tropfen (ohne DG) und rauch-hinpusten
versucht. erstmal trübe oberfläche und reihenweise tote, die an die oberfläche müssen.
"sternstaub" hat nikotin eingebracht. taback in wasser einweichen und diese flüssigkeit
dann ins plankton einbringen. ich werd´s versuchen.... ergebniss in eigenem eintrag hier unten lesen....
f) verschiedenste chem. substanzen in hoher verdünnung: autolyse, noch schnelleres "im kreis drehen",
osmotisches platzen uvm...
g) avi-filmen und anschliessendes zusammensetzten wie in der astronomie geht, alleine
wegen der form-veränderung und rotation der tiere in bewegung, nicht.
h) ein ganz schlauer, hatte vor 60 jahren mal geringe spannung direkt ins plankton mit leichter
physiolog.salz-lösung eingeleitet. angeblich ab bestimmten wert nur tote, keine verlangsamung.
i) quittenschleim fehlt lt. martin ("hebi19"), richtig. aber quitten gibts bei mir am bodensee nicht immer.
müsst ich mal in verschiedenen konzentrationen probieren. hat einer sowas z.b. in pulverform?
das könnte ein favorit werden. aufbereitung und aufbewahrung (event. des pulvers) noch unklar.
j) von jürgen kommt in der liste noch CO2 dazu. nur noch technik der mini-portionierung ungeklärt.
k) peter: gelatine warm auflösen und anschliessend kalt ins plankton z.b. 1:10 tropfen ... ob das klappt?
l) kurt bringt hier pantocain oder tetracain als weiteres dazu. bezugsquelle?
m) als nächstes wird "urin" genannt. na ja....wer´s versuchen will, melde sich (auch anonym).
n) das von michael/mikromicha eingebrachte "mais-feld-labyrtinth für pantoffeltiere" ist für die grösseren
tiere sicher interessant. bei echten flitzern wie z.b. der kreiseldose aber reichts nicht. bei dieser kommen
zur eigen-rotation noch die sprunghaften positionswechsel dazu. vaseline-schlieren sind dann ein fall
für photoshop.
o) "brauer" hat interessante infos bezüglich glyzerin. aktuell 1:1-1:100 getestet: C=rund+tot bei cirren
diese zuerst starr, dann autolyse, RT=tönnchen+event.tot, N= langsamer qualvoller tod, A= starr+tot,
FL=je kleiner desto widerstands-fähiger und beweglich (Körper10-20µ) leben bei 1:50 noch.
p) "heiko ressin": "MS222" (betäubungsmittel für fische) wär eventuell auch noch zu testen.... hat´s einer
von euch probiert?
qu) die lichtfixierung von "paramecium" thilo ist eine interessante sache.
siehe genauen text v.thilo:
https://www.mikroskopie-forum.de/index.php?topic=31708.0 meine bedenken liegen...
qu1. bei meinen augen, die im schlimmsten fall geschädigt werden könnten (z.b. b.fehlbedienung)
qu2. bei der 1/2 stündigen "begleitung" eines
tieres im mikro. diess führt dann eventuell. zum fingerkrampf. wie in der astronomie müsste man
hierbei ein "mikro-guiding (autom. nachführung) einführen. geht aber nicht. und...
qu3. und wer kann mit 1000x einem 10µ-tier mit einem sehfeld von 0,2mm dauernd nachflitzen?
ich kann´s sicher nicht.
trotzdem könnte es thilo irgendiwe hinbekommen.
r) von thilo: natriumsodium-carboxymethylcellulose in 1-2%iger lösung hinzugefügt. ergebnis unbekannt.
bei thilo nachfragen.
s) von päule heck: 1-2 tropfen 80%igen alkohol unterm DG durchziehen....
ob das ausser schwips nicht zu schrumpfung und tötung führt?
t) agar-agar: bleibt "steinig" und nach mässigem erhitzen zwar aufgelöst, doch waren alle tiere tot
(auch aufgelöst).
würde mich freuen, wenn eine/r eine praktikable lösung hätte,
...... bzw. sich mal einen punkt konkret in verschied. konzentationen "vornimmt".
hinzufügung v. 9.6.2018:
ich verwende die abkürzungen an aufklebern der planktongläsern.
abkürzungen für plankton-suche:
(nur beispiele)
A=amöbe (nackt-amöben)
AL= algen+fadenalgen (ohne D+JA)
B=bakterien
BA= blaualgen/cyanobakterien
BT= bärtierchen
C= ciliaten, cirren-tierchen
D= diatomeen
DIN= dinoflagellaten
EI= eier+eihüllen
EU= euglena
FAS= fasern/haare
FL= flagellaten (1-2 flagellen)
GA= goldalgen
GL= glockentierchen
GT= gefäss-teile (nicht dentritus!)
HY= pilzhyphen/pilzteile
IN= insekten/-teile
JA= jochalgen
MIN = mineralien+steinchen
MK= muschelkrebs
N= nematode
P= pollen
PT= pantoffeltierchen
RU= ruderfusskrebs
RT= rädertierchen
SA= schalenamöbe+gehäuse
ST= strahlen- u. sonnentierchen
SW= strudelwürmer
WA= wasserflöhe
ZA= zieralgen
günther / güntherdorn
